La dermatofitosis es una infección de los tejidos queratinizados, es decir, el pelo, la capa córnea y las uñas, por hongos capaces de digerir la queratina. En el perro y el gato se debe sobre todo a Microsporum canis, a Nannizzia gypsea y al complejo Trichophyton mentagrophytes. Es contagiosa y transmisible al ser humano. Por lo tanto, el diagnóstico debe ser lo más rápido posible.
Sin embargo, el aspecto clínico de la dermatofitosis es tan variable que entra en el diagnóstico diferencial de casi todas las alopecias. Ninguna prueba resuelve por sí sola todas las situaciones: cada una responde a una pregunta concreta, con sus fortalezas y sus debilidades. Repasemos, por lo tanto, todas las pruebas micológicas de las que disponemos.
1 Lo que el diagnóstico debe establecer
1.1 Especies implicadas y nomenclatura actual
La clasificación de los dermatofitos ha sido reorganizada por los análisis genéticos. En la actualidad se distinguen seis géneros patógenos: Microsporum, Trichophyton, Epidermophyton, Nannizzia, Lophophyton y Arthroderma (Begum et al., 2020). Así, Microsporum gypseum ha pasado a ser Nannizzia gypsea (Lopes et al., 2024). Del mismo modo, las publicaciones recientes hablan de Nannizzia persicolor donde los tratados más antiguos describían Microsporum persicolor (Miller et al., 2013).
Microsporum canis domina ampliamente. En una serie portuguesa de 4716 muestras recogidas entre 2012 y 2023, representaba el 63,9 % de los cultivos positivos, por delante de Trichophyton spp. (20,3 %) y de Nannizzia gypsea (8,1 %). La frecuencia de cultivos positivos era mayor en el gato (17,4 %) que en el perro (9,1 %) (Lopes et al., 2024). En el gato atendido en consulta de referencia, M. canis es a menudo el único agente aislado: de 1457 gatos de una serie italiana, las 54 dermatofitosis se debían todas a M. canis (Colombo et al., 2026). En un estudio brasileño, Nannizzia representaba el 24,4 % de los dermatofitos aislados en el perro, frente al 7,1 % en el gato (Bescrovaine et al., 2023).
La especie orienta hacia la fuente de contagio: un gato, el suelo, un roedor o un erizo. También condiciona el interés de algunas pruebas, ya que solo M. canis produce la fluorescencia observada con la lámpara de Wood (Miller et al., 2013).
1.2 Infección, portador mecánico y contaminación
Un dermatofito aislado del pelaje no indica necesariamente una infección, porque el cepillo también recoge esporas de paso (Miller et al., 2013). Se distinguen tres situaciones: la infección en un animal por lo demás sano, la infección asintomática y el cultivo positivo sin lesiones, que refleja un simple transporte mecánico de esporas (Moriello, 2019). De 467 gatos sanos pertenecientes a estudiantes de veterinaria, el 2,1 % era portador de M. canis; esta proporción alcanzaba el 15,7 % en 134 gatos de un refugio que vivían juntos (Mignon y Losson, 1997). De 181 gatos sanos atendidos en clínica, M. canis se aisló en cuatro gatos, todos procedentes de hogares con más de dos gatos (Sparkes et al., 1994).
El gato realmente infectado mantiene la multiplicación del hongo y dispersa grandes cantidades de esporas. El portador mecánico, en cambio, solo transporta lo que ha recogido. Por lo tanto, en cuanto se retira la fuente activa, la diseminación se detiene (Mignon y Losson, 1997).
1.3 Una prueba positiva puede bastar, pero una prueba negativa no excluye la dermatofitosis
El consenso de la World Association for Veterinary Dermatology (WAVD) no reconoce ninguna prueba como referencia única (Moriello et al., 2017; Peano, 2026). Sin embargo, una prueba positiva puede bastar para concluir cuando muestra el hongo en el propio tejido: hifas o artrosporas en un pelo demuestran la dermatofitosis (Miller et al., 2013). Solo dos métodos aportan esta prueba de una verdadera infección del folículo: el examen microscópico directo y la biopsia cutánea. El examen directo puede realizarse sobre pelos arrancados, sobre un raspado o sobre una cinta adhesiva aplicada en la lesión (Moriello, 2019). Los demás resultados positivos orientan sin demostrar. La fluorescencia con la lámpara de Wood señala pelos que deben confirmarse mediante el examen directo o el cultivo, y un cultivo positivo puede no reflejar más que un estado de portador.
Un resultado negativo, en cambio, nunca excluye la enfermedad. La lámpara de Wood sigue siendo negativa cuando la especie no produce fluorescencia. En una serie de queriones, forma nodular e inflamatoria de la dermatofitosis, fue negativa en los 23 perros (Cornegliani et al., 2009). El examen directo solo pone de manifiesto los elementos fúngicos en el 40 al 70 % de los casos (Miller et al., 2013). Ante una sospecha clínica fuerte, un primer resultado negativo exige por lo tanto otra prueba, y no el cierre del diagnóstico.
2 La lámpara de Wood
2.1 Principio, especies fluorescentes y condiciones del examen
La lámpara de Wood emite radiación ultravioleta. Bajo esta radiación, los pelos invadidos por algunas cepas de M. canis adquieren una fluorescencia verde manzana que sigue el tallo del pelo (Moriello, 2020). Esta fluorescencia se debe a un metabolito hidrosoluble situado en la corteza o la médula del pelo: la pteridina (Marsella, 2021; Pressanti, 2023) o un metabolito del triptófano. Las escamas, las costras y los cultivos no emiten fluorescencia (Miller et al., 2013). Los demás dermatofitos capaces de emitir fluorescencia son excepcionales en los carnívoros domésticos: Microsporum audouinii, M. distortum y Trichophyton schoenleinii. N. gypsea solo emite fluorescencia rara vez, y débilmente; T. mentagrophytes nunca lo hace.
Miller et al. (2013) indican una longitud de onda de 253,7 nm. Las obras más recientes dan una banda de 320 a 400 nm (Moriello, 2020; Simpson, 2020; Pressanti, 2023). Hnilica y Patterson (2017) indican de 340 a 450 nm, y Coyner (2020) de 320 a 450 nm con un pico a 365 nm. La lámpara de Wood no es una simple luz negra. La luz negra emite mucha luz azul visible, que dificulta la lectura de la fluorescencia (Coyner, 2020). Se recomienda una lámpara médica conectada a la red eléctrica y provista de lupa integrada. Las lámparas de pilas se consideran inadecuadas (Moriello, 2014; Moriello, 2020).
Miller et al. (2013) y Coyner (2020) recomiendan encender la lámpara de 5 a 10 minutos antes del examen, porque la longitud de onda y la intensidad dependerían de la temperatura. Moriello (2014, 2020) considera, por el contrario, que la lámpara funciona desde que se enciende. Según ella, la «fluorescencia retardada» que observan algunos se debe al tiempo que necesita el ojo del examinador para adaptarse a la oscuridad. Una revisión reciente considera además el calentamiento de 5 minutos una idea preconcebida y aconseja dedicar ese tiempo a la adaptación del ojo (Long y Gow, 2026). Otros autores recomiendan a la vez dejar calentar la lámpara y dar a los ojos tiempo para adaptarse a la oscuridad (DeBoer, 2015; Hnilica y Patterson, 2017). La duración de calentamiento aconsejada varía a su vez de 2 minutos (Verde, 2018) a al menos 10 minutos (NAVDF, 2025).
El animal se examina en una habitación completamente a oscuras, con la lámpara a 2 a 4 cm de la piel según Simpson (2020), o a 5 a 10 cm según Verde (2018). Un examen completo requiere de 2 a 5 minutos, con especial atención a la cabeza, la cara y las extremidades. En el gatito, una infección incipiente puede limitarse a unos diminutos mechones de pelos fluorescentes alrededor de la cara o en las extremidades, que un examen apresurado pasa por alto (DeBoer, 2015). Los errores más frecuentes son no utilizar una verdadera lámpara de Wood, trabajar en una habitación insuficientemente oscura y no dedicar el tiempo necesario (Moriello, 2022). Los pelos infectados suelen estar ocultos bajo las costras y las escamas. Por lo tanto, hay que levantarlas (Miller et al., 2013).
Foto 1: Lámpara de Wood
2.2 Rendimiento en el gato y en el perro
Las cifras publicadas varían del simple al doble, y la diferencia se debe ante todo a la técnica. Las publicaciones más antiguas señalan que aproximadamente la mitad de las infecciones por M. canis emiten fluorescencia (Miller et al., 2013), y los datos históricos oscilan entre el 30 y el 54 % (Ludwig et al., 2024). Los autores del consenso de la WAVD sostienen, por el contrario, que la fluorescencia es una propiedad de la especie y que se observa en la gran mayoría de las infecciones no tratadas cuando el material y el método son correctos: en más del 91 % de los animales no tratados según Moriello (2019), en casi el 100 % según una revisión reciente (Long y Gow, 2026), y en el 70 al 100 % de los casos con un usuario entrenado (Kunder, 2022). Para estos autores, los falsos negativos proceden por lo tanto del examen más que del hongo: material inadecuado, ausencia de lupa, sujeción difícil o técnica insuficiente (Moriello, 2020). Así, un examen negativo informa más sobre las condiciones en que se realizó que sobre la propia infección.
Los estudios de campo miden otra cosa: lo que el examinador detecta en condiciones reales. Por lo tanto, sus sensibilidades quedan por debajo de lo que el consenso considera posible, y ninguna supera el 71 %. La lámpara de Wood detectó el 45,5 % de 77 infecciones por M. canis confirmadas por cultivo en una serie italiana (Cafarchia et al., 2004), 13 de los 20 animales afectados en un estudio prospectivo (Ludwig et al., 2024), el 66,8 % de los gatos infectados de un refugio norteamericano (DeTar et al., 2019) y el 71 % de los de un refugio checo (Mrazkova et al., 2023). Su especificidad, calculada con respecto al cultivo, iba del 74,8 % en el primer refugio al 92 % en el segundo. La diferencia se acentúa en el perro, en el que las especies no fluorescentes son más frecuentes: en un estudio brasileño con 282 animales, la sensibilidad era del 39,1 % en el perro frente al 73,8 % en el gato, con una especificidad del 89,2 % y del 80,7 %, respectivamente (Dubugras et al., 1992).
El consenso de la WAVD sostiene, por su parte, que la lámpara de Wood tiene buenos valores predictivos positivo y negativo (Moriello et al., 2017).
2.3 Falsos positivos, falsos negativos y elección de los pelos que se deben tomar
Los falsos positivos son frecuentes cuando uno se conforma con un resplandor difuso. La queratina, el jabón, los derivados del petróleo, las fibras de moqueta y numerosos productos tópicos también brillan bajo la lámpara (Miller et al., 2013). Algunas bacterias, como Pseudomonas aeruginosa, también lo hacen, pero sin el tono verde manzana de un pelo infectado. El color ayuda a distinguir: la vaselina da un resplandor violeta, el ácido salicílico un tono verdoso, la ropa blanca un reflejo blanco azulado (Verde, 2018). Los restos epidérmicos dan un halo blanquecino a violáceo, mientras que la verdadera fluorescencia es de un verde manzana vivo, comparable al de la esfera de un reloj luminoso (DeBoer, 2015). Toda fluorescencia de escamas, costras o uñas es falsa. Para limitar estos errores, hay que ver emitir fluorescencia a tallos pilosos individuales (Miller et al., 2013; DeBoer, 2015). La fluorescencia también tarda en aparecer: en general es visible tras 10 a 14 días de infección (Ludwig et al., 2024). Los falsos negativos, por su parte, se deben a la especie implicada, a cepas no fluorescentes o a productos tópicos aplicados previamente: el yodo, la povidona yodada o el captán, por ejemplo, suprimen la fluorescencia (Miller et al., 2013; Verde, 2018).
Una fluorescencia tampoco es la prueba de una infección activa, porque no siempre va acompañada de esporas en el pelo. También puede persistir en los pelos tras la curación. Por lo tanto, una zona fluorescente puede resultar negativa en el tricograma o en el cultivo (Marsella, 2021). Por eso la presencia del dermatofito se confirma mediante el examen microscópico de los pelos o, preferiblemente, mediante el cultivo (DeBoer, 2006; DeBoer, 2015).
El mejor uso de la lámpara de Wood no es por lo tanto establecer el diagnóstico, sino elegir los pelos que se van a examinar o cultivar (Miller et al., 2013). Los pelos fluorescentes se arrancan con pinzas. Si el tallo cortado emite fluorescencia, su parte proximal extraída del folículo también debe hacerlo. La misma lámpara ayuda después a localizar estos pelos en la preparación, colocada junto al microscopio o sostenida a 2 o 3 cm por encima del portaobjetos (Miller et al., 2013; Moriello, 2020).
3 La dermatoscopia
3.1 Aspecto de los pelos infectados
El dermatoscopio es una lupa iluminada de mano que aumenta unas diez veces. Scarampella et al. (2015) describieron las imágenes en 12 gatos con dermatofitosis y 12 gatos con alopecia autoinducida. En los gatos infectados, las lesiones circunscritas mostraban pelos opacos, ligeramente curvados y rotos, de grosor homogéneo, denominados «pelos en coma». Se acompañaban de escamas de color marrón a amarillo. Los gatos con alopecia autoinducida presentaban, en cambio, tallos normales rotos de forma limpia a diferentes longitudes, mechones cortados al mismo nivel y pelos en gancho o enrollados. El examen no requiere sedación (Scarampella et al., 2015).
Como la lámpara de Wood, el dermatoscopio sirve ante todo para encontrar los pelos que se tomarán para el examen directo, con o sin lámpara de Wood. Los pelos infectados se localizan con más facilidad en los gatos de pelaje claro. El principal obstáculo es la colaboración del animal (Moriello, 2020).
3.2 Rendimiento y limitaciones
En un estudio, de 67 gatos, 36 tenían un cultivo positivo. La dermatoscopia lo fue en 21 de estos 36 gatos. El dermatoscopio ayuda a elegir los pelos que se van a cultivar, pero el diagnóstico debe basarse en varias pruebas (Dong et al., 2016). En un estudio brasileño que comparaba seis métodos sobre las mismas muestras de 48 gatos, la dermatoscopia y el examen directo dieron resultados considerados insatisfactorios (Mendes et al., 2024). Una revisión sistemática reciente de la dermatoscopia veterinaria subraya la necesidad de una terminología estandarizada y de estudios prospectivos (Plozner et al., 2026).
En el estado actual, la dermatoscopia sigue siendo por lo tanto una herramienta de orientación que no sustituye ni al examen directo ni al cultivo (Dong et al., 2016; Moriello, 2020).
4 El examen directo
4.1 Toma de muestras y técnicas de aclaramiento
El examen directo es una prueba poco costosa que puede confirmar la dermatofitosis desde la primera consulta (Moriello, 2020). Los pelos se toman en el borde de lesiones recientes o en expansión, no tratadas; se buscan los pelos rotos o deformados, asociados a inflamación, escamas o costras (Miller et al., 2013). Cuando la lámpara de Wood es positiva, se arrancan los pelos fluorescentes. En el gato, la asociación de un raspado superficial y del arrancamiento de pelos en el margen de las lesiones confirmó el diagnóstico en el 87,5 % de los casos, sin ayuda de la lámpara de Wood (Moriello, 2020). En algunas infecciones por Trichophyton spp. muy cicatriciales, y en todas las infecciones por N. persicolor, las hifas solo se encuentran en la capa córnea: entonces hay que raspar las escamas y no conformarse con los pelos (Miller et al., 2013). La prueba de la cinta adhesiva aplicada sobre las costras permite visualizar las hifas (Guaguère y Muller, 2016). En la práctica, se raspan por lo tanto las escamas y las costras con una hoja roma o una espátula en la periferia de las lesiones, y se aplica la cinta adhesiva directamente sobre las costras.
En el animal, la invasión es casi siempre de tipo ectotrix: las artroconidias forman un manguito en la superficie del tallo piloso, mientras que la invasión endotrix, en la que las esporas se forman dentro del tallo, es excepcional. Por lo tanto, el aclaramiento de la queratina es menos necesario que en el ser humano. Para Miller et al. (2013), basta con aceite mineral. Otros aclaran pelos y escamas con unas gotas de hidróxido de potasio al 10-20 %. El portaobjetos se calienta entonces suavemente durante 15 a 20 segundos, sin hervir, o se deja 30 minutos a temperatura ambiente (Miller et al., 2013). Moriello (2020) desaconseja cualquier aclarante, que destruye la fluorescencia, crea artefactos y daña los objetivos del microscopio. Para Peano (2026), el aclaramiento mejora la lectura de las muestras ricas en queratina, mientras que el aceite mineral basta para los pelos solos. La elección depende por lo tanto de la naturaleza de la muestra. Bajar y cerrar el condensador del microscopio aumenta el contraste y hace resaltar esporas e hifas (Kunder, 2022). Para facilitar aún más la localización, se puede añadir al aceite azul de algodón con lactofenol o nuevo azul de metileno y esperar de 10 a 15 minutos: los pelos infectados adquieren un tono azulado (Moriello, 2020).
Con el objetivo de 4x o de 10x, los pelos infectados se reconocen fácilmente. Son más anchos, más pálidos y a menudo más refringentes que los pelos normales, que en comparación parecen simples hilos (Moriello, 2020). Su contorno está hinchado, deshilachado y borroso, y el límite entre cutícula, corteza y médula desaparece. Estos signos se ven mejor cerca del bulbo (Miller et al., 2013). Cuando están rotos, sus extremos se deshilachan como una escoba (Hnilica y Patterson, 2017). Las artroconidias forman un manguito de pequeños elementos redondeados alrededor del pelo, mientras que las hifas crecen dentro del tallo. El tamaño de las conidias orienta hacia el género sin establecerlo: conidias de 5 a 8 µm en cadenas laxas para N. gypsea, de 3 a 7 µm en cadenas densas para T. mentagrophytes (Miller et al., 2013). Por último, los dermatofitos no forman macroconidias en los tejidos. Toda macroconidia encontrada en el pelaje procede por lo tanto de un saprófito o de una contaminación ambiental (Miller et al., 2013).
Foto 2: Pelo tiñoso
4.2 Pelos arrancados o cinta adhesiva: estudios comparativos
Un estudio griego comparó los pelos arrancados con la cinta adhesiva aplicada sobre la lesión en 45 animales: 30 perros, de ellos 19 con alopecia y 11 con querion, y 15 gatos. La cinta adhesiva permitió el diagnóstico en el 82,2 % de ellos, los pelos arrancados en el 66,7 % y el cultivo en el 80 % (Bouza-Rapti et al., 2023). En los queriones, la cinta adhesiva y el cultivo tenían la misma sensibilidad, 10 casos de 11, frente a 4 de 11 para los pelos arrancados. El mismo equipo griego confirmó este resultado en una serie retrospectiva de 40 perros, 14 de ellos con querion, y 36 gatos: en el querion, la cinta adhesiva era 8 veces más sensible que el tricograma (Bouza-Rapti et al., 2025). Un estudio australiano prospectivo incluyó 5 perros y 15 gatos. La cinta adhesiva transparente, de 1,8 cm de ancho, se presionaba al menos 4 veces sobre la lesión, tanto en el centro como en la periferia, hasta que perdía adherencia. La cinta se teñía después con una tinción de tipo Romanowsky (May-Grünwald-Giemsa o Diff-Quik) y se leía primero con el objetivo de 4x para localizar las zonas de interés y, por último, con inmersión. La cinta adhesiva fue positiva en los 20 animales, el tricograma en 18, el cultivo en 19 y la lámpara de Wood en 13. En los 3 perros infectados por una especie distinta de M. canis, las hifas eran el único elemento fúngico visible. El único caso negativo en el tricograma en el perro, una infección por T. mentagrophytes, fue detectado por la cinta adhesiva. Los elementos fúngicos también eran más fáciles de encontrar en la cinta adhesiva: ocupaban más de 20 campos de gran aumento en 18 animales de 20, frente a 11 de 20 en el tricograma. En la cinta, se situaban en contacto con cúmulos de neutrófilos y balsas de queratinocitos, y no solo con fragmentos de pelos anómalos (Ludwig et al., 2024).
En las lesiones nodulares, la impresión del exudado resultó aún más interesante. En 23 perros con querion, mostró artrosporas en 21 de ellos, libres o dentro de fragmentos de pelo en el seno de una inflamación piogranulomatosa. El examen de los pelos arrancados solo fue positivo en 8 perros (Cornegliani et al., 2009). La impresión se obtiene presionando un portaobjetos sobre el exudado obtenido al presionar el nódulo, y después se tiñe como una citología ordinaria. La citología cutánea clásica también puede mostrar artrosporas de M. canis en las infecciones graves del gato, pero nunca macroconidias (Moriello, 2020).
En el estudio australiano, de los 7 animales con lámpara de Wood negativa, 5 solo presentaban hifas, sin manguito de artrosporas (Ludwig et al., 2024). En una serie italiana, el examen directo fue positivo en el 53,2 % de los cultivos positivos a M. canis (Cafarchia et al., 2004). En un estudio con 140 muestras animales, lo fue en el 85,7 % de las muestras examinadas tras aclaramiento con potasa (Piri et al., 2018). En un estudio suizo con 274 animales, el examen directo, realizado con microscopía de fluorescencia, fue positivo en el 29,3 % de los 140 gatos y en el 7,1 % de los 113 perros. Solo 5 de las 217 muestras negativas en el examen directo acabaron dando un cultivo positivo (Drouot et al., 2009). Ludwig et al. (2024) recuerdan que la bibliografía atribuye al tricograma una sensibilidad de aproximadamente el 60 %, cifra tomada de trabajos anteriores y no medida en su serie, en la que esta sensibilidad alcanzaba el 90 %.
4.3 Aprendizaje y fiabilidad de la lectura
Incluso un clínico experimentado no siempre llega al diagnóstico (Miller et al., 2013). Căpitan et al. (2018) presentaron a veterinarios 40 preparaciones de pelos, procedentes de 10 gatos infectados por M. canis y de 10 gatos sanos. Los participantes clasificaron correctamente de media 12,7 portaobjetos de 20 sin colorante y 13,6 con colorante. Tras consultar una guía ilustrada de pelos infectados y sanos, clasificaron correctamente 16,9 sin colorante y 15,8 con colorante. La guía aumentaba claramente la probabilidad de una respuesta correcta, cosa que la tinción no hacía. Con respecto al cultivo, la sensibilidad del examen directo era del 70,5 % y su especificidad del 56 %.
Esta especificidad modesta se calculó con respecto al cultivo, que tampoco es una referencia perfecta (Moriello et al., 2017). Miller et al. (2013) aconsejan entrenarse con pelos fluorescentes de un gato muy infectado, conservados en un frasco mal cerrado y mezclados después con pelos sanos. Moriello (2020) insiste igualmente en el uso de imágenes comparativas de pelos normales y anómalos.
5 El cultivo fúngico
5.1 Medios: Sabouraud, DTM, RSM y placas dobles
El cultivo sigue siendo la prueba que permite identificar la especie (Miller et al., 2013). Tradicionalmente se utilizan dos medios: el agar Sabouraud dextrosa y el Dermatophyte Test Medium (DTM). El DTM es un agar Sabouraud al que se añaden cicloheximida, gentamicina y clortetraciclina, que frenan los contaminantes fúngicos y bacterianos. Se le añade rojo fenol, indicador de pH (Miller et al., 2013).
Los dermatofitos consumen primero las proteínas del medio, cuyos metabolitos alcalinos hacen virar el agar del amarillo al rojo. La mayoría de los demás hongos consumen primero los hidratos de carbono y solo hacen virar el medio al rojo tras una incubación prolongada, de 10 a 14 días o más (Miller et al., 2013). Este viraje no demuestra nada por sí solo. Blastomyces dermatitidis, Sporothrix schenckii, Histoplasma capsulatum, Coccidioides immitis, Pseudallescheria boydii y algunos Aspergillus también hacen virar el DTM al rojo. Por lo tanto, el examen microscópico de la colonia es imprescindible. Estos cultivos se manipulan bajo campana, porque la inhalación de sus esporas supone un riesgo para el ser humano (Miller et al., 2013).
La cicloheximida impide el aislamiento de los hongos sensibles a ella, como Cryptococcus neoformans, numerosos zigomicetos y algunos Candida y Aspergillus. El DTM también puede frenar la formación de conidias y enmascarar el pigmento de las colonias (Miller et al., 2013). Algunos micólogos lo consideran inferior al agar Sabouraud. Algunos aislados de M. canis no producen el viraje inicial (Miller et al., 2013). Para DeBoer (2015), que prefiere el DTM, algunos saprófitos como Scopulariopsis consumen primero las proteínas y hacen virar el medio al rojo, y algunos dermatofitos raros no lo hacen virar. Por lo tanto, se examina al microscopio toda colonia sospechosa, incluso sin viraje.
Por eso muchos dermatólogos prefieren placas de dos compartimentos, uno con DTM y otro con Sabouraud. Otros asocian el DTM a un medio de esporulación rápida (RSM), que contiene un indicador de azul de bromotimol que vira al azul verdoso en medio alcalino (Miller et al., 2013). Los laboratorios de micología utilizan a menudo un agar sin indicador de color, porque algunos aditivos del DTM inhiben el crecimiento de patógenos (Patel y Forsythe, 2008). Las variantes comerciales de DTM llamadas mejoradas no han demostrado ninguna ventaja según DeBoer (2015), que tampoco está convencido del interés del RSM para M. canis. En un estudio comparativo, cinco de los seis medios comerciales probados se comportaron de la misma manera, con un 100 % de crecimiento a 25 y a 30 °C, tanto si se sembraban con cepas de laboratorio como con pelos y esporas de gatos infectados de forma natural. El sexto, presentado en placa autosellante, solo permitió el crecimiento en el 65,4 % de los casos y se secaba con facilidad (Moriello et al., 2010). En cuanto a la selectividad del DTM, el estudio de Mendes et al. (2024), ya citado, comparó sobre las mismas 48 muestras de gatos la dermatoscopia, el examen directo de los pelos, tres medios de cultivo (Mycosel, Sabouraud y DTM) y la PCR. El DTM mostró la mejor selectividad de los tres medios. En la práctica, Moriello (2020) prefiere las placas de gran superficie, fáciles de sembrar con el cepillo y de muestrear para el microscopio, a los frascos de vidrio con agar inclinado, difíciles de sembrar.
Foto 3: Ejemplo de medio de cultivo en la clínica
5.2 Toma de muestras y siembra: lesiones, cepillo, moqueta, uñas
En un animal con lesiones, se toman con pinzas estériles pelos, escamas y costras en la periferia de una lesión reciente. En las razas de pelo largo, se pueden recortar los pelos para que solo sobresalgan de 0,5 a 1 cm (Miller et al., 2013). La muestra se deposita con cuidado sobre la superficie del medio, sin hundirla. Llevar el medio a temperatura ambiente antes de la siembra acelera el crecimiento (Hnilica y Patterson, 2017). Para una lesión única, se arrancan los pelos del borde; para una forma generalizada, se prefiere el cepillo (Kunder, 2022). En el gato, DeBoer (2015) prefiere el cepillo en todos los casos, porque es poco probable que todos los pelos de una zona lesional estén infectados y el arrancamiento puede no alcanzar los pelos afectados.
El método del cepillo, llamado de MacKenzie, consiste en cepillar el pelaje con un cepillo de dientes estéril y presionarlo después sobre el medio. Es muy valioso para detectar los gatos portadores asintomáticos (Miller et al., 2013). Un cepillo nuevo en su envase es micológicamente estéril, sin necesidad de autoclave, que podría deformarlo. Se pasa el cepillo por la propia lesión o, ante la sospecha de una infección inaparente, por todo el pelaje durante 2 a 3 minutos (DeBoer, 2015). En un criadero, puede encargarse el propietario, con un cepillo limpio por gato, guardado en una bolsa etiquetada. Así se evita llevar a todos los gatos a la clínica (DeBoer, 2015). En 26 gatos de criadero, 21 de ellos positivos, presionar las cerdas del cepillo sobre el agar dio 20 placas positivas de 21. Transferir además los pelos y escamas atrapados en las cerdas solo dio 7 placas utilizables de 21: las demás estaban invadidas por mohos contaminantes, es decir, eran ilegibles y no negativas (Di Mattia et al., 2019). Del mismo modo, demasiados puntos de siembra hacen crecer una alfombra de hifas que no esporulan. Moriello (2020) aconseja por lo tanto limitarse a 6 a 8 toques, cada uno de ellos visible. El método de la moqueta consiste en pasar por todo el cuerpo un cuadrado de moqueta esterilizado. Su sensibilidad es similar: en un criadero infectado, la moqueta detectó 20 de los 23 gatos infectados, frente a 21 con el cepillo. Es menos costosa y más sencilla de enviar (Bourdeau et al., 2004).
Las uñas y las almohadillas suelen estar muy contaminadas y a veces portan dermatofitos de paso. Por lo tanto, se limpian con alcohol al 70 % antes de la toma. Se elimina la parte distal de la uña y después se raspa la cara cóncava de la parte restante (Miller et al., 2013; Coyner, 2020). Otra técnica consiste en cortar la uña afectada y después limar su superficie para depositar partículas finas sobre el medio (Hnilica y Patterson, 2017). Una muestra no debe viajar en un tubo cerrado. La humedad permanece en él y las bacterias contaminantes se multiplican. Un sobre limpio o un pastillero con el tapón poco apretado son adecuados (Miller et al., 2013).
5.3 Incubación, lectura e identificación
La velocidad de crecimiento depende de la temperatura y de la cantidad de pelos depositados. En el medio RapidVet-D, sembrado con pelos de cobayas infectadas experimentalmente, el viraje apareció desde el tercer día para M. canis, el cuarto para T. equinum y el quinto para T. mentagrophytes, a la temperatura óptima de 27 °C (Guillot et al., 2001). DeBoer (2015) recomienda una temperatura ambiente cálida de unos 28 °C y considera innecesaria la oscuridad. Otra fuente recomienda la oscuridad, 30 °C y un 30 % de humedad, y atribuye falsos negativos a condiciones de incubación insuficientes (NAVDF, 2018). Placas sembradas con M. canis e incubadas bajo cuatro regímenes de iluminación (luz continua, oscuridad continua, alternancia de 12 horas, iluminación ambiente) no mostraron ninguna diferencia de crecimiento ni de esporulación (Moriello et al., 2010).
Un estudio retrospectivo incluyó 13 772 cultivos, de los cuales 2876 fueron positivos a M. canis. En los gatos no tratados, el 98,2 % de los aislados se obtuvo en 14 días, y el 96,8 % en los gatos en tratamiento (Stuntebeck et al., 2018). Los raros cultivos que necesitaron más de 14 días presentaban una morfología groseramente anómala, una contaminación que retrasaba la confirmación, o solo una o dos colonias. Por lo tanto, un cultivo puede declararse negativo a los 14 días (Stuntebeck et al., 2018; Moriello, 2020). Esta regla vale para M. canis en el gato, única situación estudiada. Las placas sin crecimiento se conservan 3 semanas cuando es posible un Trichophyton, porque este género puede necesitar ese plazo (Moriello, 2014). Los consejos más antiguos, que llegaban hasta 4 semanas para todas las placas (DeBoer, 2015), están superados. Los cultivos positivos se manifiestan en 9 a 14 días (Ludwig et al., 2024). En el laboratorio especializado, los resultados se obtienen incluso en pocos días, con una evaluación semicuantitativa, y no en varias semanas como se repite a menudo (Bourdeau, 2023). En condiciones de incubación constantes, los 202 cultivos diagnósticos de gatos infectados de un refugio crecieron además antes de 7 días, con una mediana de 4 días (DeTar et al., 2019).
Las placas se inspeccionan a diario, a contraluz, sin abrirlas mientras el crecimiento no sea suficiente. La colonia suele ser visible varios días antes del viraje (Moriello, 2020). Este viraje no es diagnóstico: solo sirve para señalar las colonias que hay que examinar. Todos los hongos, incluidos los saprófitos, acaban además haciendo virar el medio tras unos días de crecimiento (Moriello, 2020; Peano, 2026). Las colonias de dermatofitos son pálidas o de color gamuza, de pulverulentas a algodonosas; nunca son verdes, grises, marrones ni negras (Moriello, 2020). Una colonia pigmentada es un contaminante, nunca un dermatofito. Su viraje llega varios días después de la colonia (Hnilica y Patterson, 2017).
Para identificar la colonia, se toma un fragmento con la cara adhesiva de una cinta adhesiva transparente y se monta en azul de algodón con lactofenol. Es la técnica de la banderita de Roth (Miller et al., 2013; Patel y Forsythe, 2008). Las macroconidias pueden aparecer solo una semana después del crecimiento de la colonia. En su ausencia, es preferible esperar unos días y volver a tomar muestra, o incluso resembrar en agar Sabouraud (Heinrich et al., 2019). M. canis forma macroconidias fusiformes de pared gruesa y erizada, de seis o más células, terminadas en un abultamiento; en el reverso, la colonia es amarillo anaranjada. N. gypsea da una colonia plana y granulosa, de color gamuza a canela, y numerosas macroconidias elipsoidales de pared fina, sin abultamiento terminal. T. mentagrophytes da una colonia plana, de blanca a crema y pulverulenta, microconidias redondas aisladas o en racimos, a veces hifas en espiral y macroconidias en forma de puro (Miller et al., 2013). Las cepas que sugieren Trichophyton, en particular, deben enviarse a un laboratorio de diagnóstico (Miller et al., 2013).
5.4 Interpretación: cultivo positivo o negativo, número de colonias, contaminantes
Moriello (2014) propone contar las colonias de patógeno por placa y obtener de ello una puntuación: P1 para 1 a 4 colonias, P2 para 5 a 9, P3 para más de 10. Un animal realmente infectado da numerosas colonias, salvo error de toma de muestra, y su número disminuye a medida que la infección se resuelve (Moriello, 2020). La puntuación permite también identificar a los animales expuestos a una contaminación ambiental, cuyos cultivos oscilan entre negativo y P1 (Moriello, 2014). Bettenay (2018) reserva la puntuación P1 a una sola colonia, que hace pensar en un portador transitorio y obliga a repetir el cultivo. Sitúa P2 entre 1 y 4 colonias y P3 en la placa invadida. Los dos primeros umbrales se solapan por lo tanto en la propia fuente. Propone interpretar una PCR positiva como una puntuación P1.
Sin embargo, un cultivo positivo no es la prueba de una infección. Un cultivo positivo con cepillo puede no reflejar más que una contaminación del pelaje (Heinrich et al., 2019). En efecto, se aíslan dermatofitos del pelaje de perros y gatos sanos, que pueden ser verdaderos portadores o haber estado expuestos recientemente a un entorno contaminado. Los perros de caza portadores de N. gypsea son un ejemplo (Miller et al., 2013). Un cultivo negativo, por su parte, no excluye la enfermedad: puede permanecer negativo mientras el examen directo es positivo (Miller et al., 2013). En los queriones, no identificó el agente en 6 de los 23 perros de una serie (Cornegliani et al., 2009). El cultivo de un pseudomicetoma felino descrito en Tailandia siguió siendo negativo tras 14 días, mientras que la histología mostraba artroconidias (Kusolsongkhrokul et al., 2025). Por último, los contaminantes dificultan la lectura: en la gran serie portuguesa, 271 de las 4716 muestras tuvieron que descartarse por este motivo (Lopes et al., 2024).
5.5 DTM en la clínica o cultivo en el laboratorio
En un estudio multicéntrico realizado a ciegas en 47 gatos y 54 perros, el DTM de clínica se comparó con el cultivo del laboratorio de micología. Cuando los clínicos de un centro de referencia examinaban la colonia a simple vista y al microscopio, la concordancia era del 97 %. Cuando los veterinarios generalistas solo leían el viraje de color, descendía al 80,6 %, es decir, un error en el 19,4 % de los casos (Kaufmann et al., 2016).
Por lo tanto, el cultivo en la clínica solo tiene valor si la colonia se examina al microscopio (Kaufmann et al., 2016). Si el equipo no se siente cómodo identificando las colonias, la muestra debe enviarse al laboratorio de referencia (Kunder, 2022). Para Patel y Forsythe (2008), incluso después de un DTM en la clínica, es mejor enviar la cepa al laboratorio. Sus técnicos tienen más experiencia y puede prolongar el cultivo en condiciones controladas. El coste de ambos procedimientos es similar. El envío directo puede ahorrar tiempo. La guía del GEDAC (grupo de estudio francófono de dermatología veterinaria) recomienda igualmente el cultivo en un laboratorio de micología (Bensignor, 2016). Moriello (2020) aconseja conservar las placas en bolsas de plástico individuales, para evitar las contaminaciones cruzadas, la desecación y la infestación del medio por ácaros. También recomienda controlar la temperatura de incubación.
6 Los métodos moleculares
6.1 PCR, PCR anidada y qPCR: rendimiento
La PCR detecta el ADN fúngico directamente en los pelos, sin esperar al crecimiento de un cultivo. Su principal ventaja es la rapidez: de 1 a 3 días, frente a al menos 14 días para un cultivo (Jacobson et al., 2018a). Se utilizan varias dianas, entre ellas el gen de la quitina sintasa 1 y las regiones ITS del ADN ribosómico (Cafarchia et al., 2013; Jańczak et al., 2023).
En 132 gatos, 28 de ellos con cultivo positivo a M. canis, una PCR comercial en tiempo real (qPCR) identificó a todos los gatos positivos en cultivo. Su sensibilidad era del 100 % y su especificidad del 88,5 %, con 12 falsos positivos (Jacobson et al., 2018a). Por lo tanto, una PCR negativa era un resultado fiable. En 52 gatos de refugio con lesiones, una qPCR comercial y el cultivo coincidieron en 49 gatos. La qPCR reconoció 45 de las 46 infecciones por M. canis, pero solo 2 de las 4 infecciones por Trichophyton spp. (Moriello et al., 2018).
El consenso recoge, por su parte, una PCR que identificó correctamente la infección por T. mentagrophytes en los 7 perros y la infección por M. canis en los 8 gatos estudiados (Moriello et al., 2017). Fuera de los refugios, el rendimiento es menor. Un estudio retrospectivo incluyó 615 perros y gatos atendidos en 16 clínicas de dermatología de referencia de Estados Unidos, que aportaron 667 pares de muestras. En comparación con el cultivo realizado en la clínica, la qPCR tenía una sensibilidad del 74,1 % y una especificidad del 98,1 %. Por lo tanto, el diagnóstico debe seguir basándose en varias pruebas complementarias (Frost et al., 2022). Kunder (2022) refiere igualmente falsos negativos en la experiencia del editor de la obra, y aconseja asociar la PCR a un cultivo. Para Bourdeau (2023), la sensibilidad real de la PCR depende ante todo de la calidad de la muestra. Su especificidad real depende del uso de cebadores propios de cada dermatofito, es decir, de al menos cuatro especies mayores y cuatro menores, y no de una o dos.
En 183 muestras de pelos, una PCR anidada alcanzó en el perro una especificidad del 94,1 % y una sensibilidad del 100 %. En el gato, la especificidad era del 94,4 % y la sensibilidad del 94,9 %. Además, distinguía M. canis, T. interdigitale y las especies geófilas (Cafarchia et al., 2013). Una PCR anidada dirigida a otro gen fue positiva en el 90 % de 140 muestras animales, frente al 85,7 % de la microscopía tras potasa y el 75 % del cultivo (Piri et al., 2018). En el estudio de Mendes et al. (2024), ya citado, la PCR obtuvo la mejor sensibilidad, especificidad y exactitud de todos los métodos comparados.
La PCR sirve también para identificar la especie, mediante secuenciación. Permitió, por ejemplo, identificar por primera vez en África Trichophyton indotineae en un perro (Zineldar et al., 2025). Para Peano (2026), la morfología, la especie hospedadora y el contexto suelen bastar para nombrar el hongo. Cuando hay que llegar hasta la especie, se recurre a los métodos moleculares.
6.2 Falsos positivos y ADN no viable
La PCR detecta el ADN de las esporas viables igual que el de las esporas muertas. Por lo tanto, no distingue el portador mecánico de la enfermedad (Moriello, 2020; Peano, 2026).
El valor cuantitativo de la qPCR no resuelve esta ambigüedad. Antes del tratamiento, un umbral de ciclo inferior a 35,7, es decir, unas 300 copias de ADN, separaba a los gatos positivos y negativos en cultivo. Este umbral tenía una sensibilidad del 92,3 % y una especificidad del 95,2 %. Durante el tratamiento, en cambio, no apareció ningún umbral fiable, y los valores se solapaban ampliamente (Jacobson et al., 2018b).
Algunas pruebas se dirigen además a grupos amplios como Microsporum spp. o Trichophyton spp., cuyo resultado es menos informativo y exige prudencia dada la taxonomía actual (Peano, 2026). Por último, la toma de muestras condiciona el resultado: hay que muestrear la lesión diana y recoger suficientes pelos con su parte folicular, o costras arrancadas con sus tallos y bulbos (Moriello, 2020).
6.3 LAMP, RPA-Cas12a y MALDI-TOF
Un método de amplificación isotérmica (LAMP) y una qPCR multiplex se validaron en 250 muestras clínicas de pelos. Su especificidad era del 100 %. Para M. canis, la sensibilidad era del 96,9 % para la LAMP y del 98,4 % para la qPCR; para T. mentagrophytes, del 93,2 % para la LAMP y del 97,7 % para la qPCR. La LAMP daba su resultado en 30 minutos, la qPCR en 45 (Müş Tak et al., 2022). Una prueba que asocia amplificación por recombinasa y sistema Cas12a dio, en una treintena de minutos, resultados legibles a simple vista bajo luz azul, concordantes con el cultivo y la secuenciación (Wang et al., 2022). Una qPCR basada en la transferencia de energía por resonancia distingue M. canis, N. gypsea y T. mentagrophytes por su perfil de fusión, en solo tres cepas de referencia y diez aislados clínicos (Iduu et al., 2025).
La espectrometría de masas MALDI-TOF, por su parte, no identifica el hongo en el pelo, sino en una colonia ya cultivada. En 99 perros y gatos callejeros de Puerto Rico, 19 de ellos portadores de un dermatofito, confirmó los 19 aislados identificados al microscopio (Hernandez-Bures et al., 2021). En aislados veterinarios, identifica bien M. canis, mientras que Trichophyton spp. apenas alcanza el umbral de identificación segura, por falta de espectros de referencia en número suficiente (Baumbach et al., 2021). Una revisión de diez estudios publicados entre 2008 y 2015 refiere una exactitud que va del 13,5 al 100 % para los dermatofitos. La extracción previa de las proteínas y una base de espectros enriquecida por el laboratorio resultan imprescindibles (L’Ollivier et al., 2017).
7 Histopatología y otras pruebas
7.1 Indicaciones y toma de muestras: querion, pseudomicetoma, forma acantolítica
La biopsia es menos sensible que el cultivo y sus imágenes son tan variables como las lesiones clínicas (Miller et al., 2013). Según el consenso, tres situaciones justifican la histología: la herida o el nódulo que no cicatriza, el perro con lesiones faciales crónicas o sospecha de pénfigo, y el animal con lesiones inusuales sin explicación (Moriello et al., 2017). En primer lugar, ver el hongo en el folículo demuestra que el animal está infectado, y no simplemente es portador. Esto importa cuando un cultivo positivo es difícil de interpretar (Miller et al., 2013; Moriello, 2019). En segundo lugar, la biopsia es a menudo el único medio de diagnóstico en las formas nodulares, querion y pseudomicetoma, en las que los pelos y las escamas no siempre permiten cultivar el agente (Miller et al., 2013). En el querion del perro, la infección se localiza en la dermis. Por lo tanto, la lámpara de Wood, el examen de los pelos y el cultivo pueden permanecer negativos (Cornegliani et al., 2009).
El pseudomicetoma pertenece al grupo heterogéneo de las infecciones fúngicas de localización subcutánea, junto con las micosis de implantación y las localizaciones de infecciones sistémicas como la criptococosis o la histoplasmosis. En estas formas profundas, el aislamiento de un hongo no basta para establecer su responsabilidad, porque muchos son saprófitos del entorno. La citología y la histopatología están entonces en el centro del diagnóstico, porque muestran los elementos fúngicos en la lesión (Peano, 2026). Para estas lesiones profundas, se puede realizar el cultivo sobre un fragmento de tejido triturado. El laboratorio debe conocer entonces las hipótesis consideradas, porque los hongos dimórficos como Blastomyces, Histoplasma, Sporothrix o Coccidioides suponen un riesgo para su personal (NAVDF, 2018).
La biopsia también es necesaria cuando la clínica sugiere un pénfigo. En el perro, la infección por Trichophyton spp. puede provocar una acantólisis marcada, epidérmica o folicular, es decir, una pérdida de cohesión entre queratinocitos, a veces acompañada de una dermatitis de interfase liquenoide. Por lo tanto, esta infección puede confundirse con un pénfigo eritematoso o foliáceo (Miller et al., 2013).
7.2 Lesiones, tinciones y PCR en tejido
Se encuentran tres grandes cuadros histológicos: una perifoliculitis, una foliculitis y una forunculosis; una dermatitis perivascular superficial o intersticial, hiperplásica o espongiótica, con una hiperqueratosis paraqueratósica u ortoqueratósica marcada; una dermatitis pustulosa intraepidérmica (Miller et al., 2013). La dermatofitosis pasa a ser el diagnóstico más probable cuando los folículos se destruyen uno tras otro por una inflamación necrosante y piogranulomatosa, el llamado «efecto dominó». Hay que examinar entonces cada tallo piloso, porque los elementos fúngicos suelen ser escasos (Miller et al., 2013).
El número de elementos fúngicos suele ser inversamente proporcional a la intensidad de la inflamación. En el gato con alopecia poco inflamatoria, la biopsia muestra enormes cantidades de artrosporas e hifas alrededor de los pelos, con una inflamación mínima. En las infecciones por M. canis asociadas a una foliculitis o a una dermatitis de interfase hidrópica, en cambio, los elementos son escasos. En las infecciones por N. persicolor, las hifas solo se encuentran en la queratina superficial (Miller et al., 2013). El pseudomicetoma se caracteriza por una paniculitis y una dermatitis de granulomatosas a piogranulomatosas, en las que el hongo forma hifas de 2,5 a 4,5 µm de ancho, cadenas de pseudohifas y grandes células de unos 12 µm, agrupadas en pseudogránulos (Miller et al., 2013).
La interpretación de la biopsia, a menudo delicada, requiere un histopatólogo veterinario competente en dermatología (Guaguère y Muller, 2016). En un estudio retrospectivo de 190 biopsias de perros, 95 con dermatofitosis y 95 con pénfigo superficial, todos los casos de dermatofitosis fueron positivos tanto al PAS como al Grocott, sin superioridad visual de una u otra tinción (Peters et al., 2007). Había queratinocitos acantolíticos en el 14 % de las dermatofitosis, pero en un número significativamente menor que en los pénfigos. No se observó ningún dermatofito en los pénfigos.
La histología no identifica la especie (Moriello et al., 2017; Patel y Forsythe, 2008). Lo ideal es entonces enviar el fragmento al laboratorio en un poco de suero fisiológico estéril, para un cultivo de tejido triturado, sabiendo que siguen siendo posibles los falsos negativos (Moriello et al., 2017). Cuando el cultivo es imposible, la PCR puede identificar el agente en el tejido incluido en parafina. Una PCR dirigida al ADN ribosómico 18S se probó en muestras veterinarias de pseudomicetomas, de gatos y équidos, diagnosticados por histología y cultivo. Identificó M. canis en todos los casos, en concordancia completa con la identificación clásica (Nardoni et al., 2007).
7.3 Serología e intradermorreacción
En el perro, una prueba ELISA basada en un extracto completo de M. canis tenía una sensibilidad del 83,3 % y una especificidad del 95,2 % para identificar a los perros infectados (Miller et al., 2013). En 70 gatos repartidos entre sintomáticos, asintomáticos y negativos en cultivo, un ELISA que medía las IgG alcanzó una sensibilidad del 94 % y una especificidad del 75 %, sin diferencias entre gatos sintomáticos y asintomáticos (Santana et al., 2018). Este ELISA detecta a los gatos expuestos a M. canis, lo que no demuestra una infección en curso.
La intradermorreacción con un extracto de M. canis da resultados difíciles de aprovechar. Apareció una reacción inmediata en el 5 % de los animales curados con cultivo negativo, el 16 % de los curados con cultivo positivo y el 17 % de los infectados activamente. Apareció una reacción retardada en el 87 % de los animales curados con cultivo negativo, el 74 % de los curados con cultivo positivo y el 50 % de los infectados activamente (Miller et al., 2013). Ningún estudio posterior ha actualizado estos valores.
8 Estrategias diagnósticas
8.1 El animal con lesiones en la clínica
Como ninguna prueba es una referencia, el diagnóstico se basa en la asociación de métodos complementarios, elegidos según el tipo de lesión y la pregunta planteada (Moriello et al., 2017; Peano, 2026). En primer lugar, la lámpara de Wood y el dermatoscopio sirven para localizar los pelos sospechosos, sin establecer el diagnóstico (Moriello, 2019). Después, el examen directo de estos pelos, asociado al raspado de los márgenes de la lesión, puede confirmar la infección desde la consulta (Moriello, 2020). A continuación, el cultivo confirma el diagnóstico cuando las pruebas en la consulta son negativas, e identifica la especie cuando son positivas (Moriello, 2020). Por último, la biopsia se reserva para las formas nodulares o atípicas y para las presentaciones que sugieren un pénfigo (Miller et al., 2013; NAVDF, 2025). La guía del GEDAC añade que un diagnóstico de certeza debe preceder al inicio del tratamiento (Bensignor, 2016). La Tabla 1 resume la aportación y las limitaciones de cada prueba.
Ningún estudio ha comparado estrategias diagnósticas con restricciones de coste. Lo que sigue es por lo tanto un razonamiento, no un dato publicado. Cuando los recursos del propietario solo permiten una prueba, el cultivo micológico es la mejor opción, porque es la única que identifica la especie, lo que orienta hacia la fuente de contagio, y la única que sirve después como criterio de curación (Miller et al., 2013; Moriello et al., 2017). Las pruebas en la consulta conservan su interés cuando el resultado debe ser inmediato, y la PCR cuando el plazo del cultivo es inaceptable.
Tabla 1: Aportación y limitaciones de las pruebas complementarias en el diagnóstico de la dermatofitosis del perro y del gato
|
Prueba |
Lo que aporta |
Principales limitaciones |
|
Lámpara de Wood |
Localiza los pelos infectados por M. canis, guía la toma de muestras y el seguimiento (Miller et al., 2013; Moriello, 2020) |
Solo afecta a M. canis; sensibilidad del 39,1 % en el perro y del 73,8 % en el gato en un estudio (Dubugras et al., 1992), del 45,5 al 71 % en otras series (Cafarchia et al., 2004; Mrazkova et al., 2023); falsos positivos (queratina, tópicos, fibras) |
|
Dermatoscopia |
Localiza los «pelos en coma» que se deben tomar (Scarampella et al., 2015) |
Positiva en 21 de los 36 gatos positivos en cultivo (Dong et al., 2016); datos escasos |
|
Examen directo de pelos arrancados |
Prueba de infección verdadera, resultado inmediato (Miller et al., 2013; Moriello, 2019) |
Positivo en el 40 al 70 % de los casos según Miller et al. (2013); lectura que requiere aprendizaje (Căpitan et al., 2018) |
|
Examen directo con cinta adhesiva |
Rendimiento elevado, incluso en el querion (Bouza-Rapti et al., 2023; Ludwig et al., 2024) |
Tamaños muestrales pequeños (20 y 45 animales) |
|
Cultivo |
Identificación de la especie, número de colonias útil para el seguimiento, prueba de elección si solo es posible una (Miller et al., 2013; Moriello, 2014) |
Resultado en 14 días (Stuntebeck et al., 2018); no distingue portador e infección; viraje del DTM no diagnóstico (Peano, 2026) |
|
PCR, qPCR |
Resultado en 1 a 3 días; PCR negativa fiable en refugio (Jacobson et al., 2018a) |
Detecta ADN no viable; sensibilidad del 74,1 % en práctica de referencia (Frost et al., 2022) |
|
Histopatología |
Prueba de infección verdadera; a menudo único recurso en el querion y el pseudomicetoma (Miller et al., 2013) |
Menos sensible que el cultivo |
|
Serología |
Detecta la exposición a M. canis (Santana et al., 2018) |
No distingue exposición e infección |
Ningún estudio veterinario ha medido el rendimiento de las pruebas en las uñas, y los datos humanos no son extrapolables.
Una prueba negativa no excluye la enfermedad. Es la combinación de resultados concordantes la que establece el diagnóstico (Moriello, 2019). En una serie griega de 76 animales afectados, al menos dos pruebas entre el tricograma, la cinta adhesiva y el cultivo en DTM fueron positivas en 28 de los 40 perros y en 23 de los 36 gatos (Bouza-Rapti et al., 2025).
8.2 Particularidades en el perro
En el perro, la foliculitis estafilocócica es mucho más frecuente, hasta el punto de que Miller et al. (2013) recuerdan el adagio: lo que parece una tiña en el perro probablemente no lo es. La lámpara de Wood también es menos útil: su sensibilidad era solo del 39,1 % en el perro en el estudio de Dubugras et al. (1992).
Las especies implicadas varían de una región y un modo de vida a otro. Para Bourdeau (2023), M. canis ya no tiene el casi monopolio en el gato, y aún menos en el perro, mientras que una serie griega lo aisló en el 96,2 % de los perros (Bouza-Rapti et al., 2025). Estas dos observaciones describen poblaciones diferentes. En el estudio suizo ya citado, el 93 % de los gatos portadores de Arthroderma vanbreuseghemii, teleomorfo del complejo T. mentagrophytes, eran cazadores, y todos tenían lesiones. Los gatos estrictamente de interior, en cambio, estaban infectados casi exclusivamente por M. canis. Esta especie también se aisló en el perro (Drouot et al., 2009). Por lo tanto, el modo de vida orienta la hipótesis tanto como la geografía.
Tres situaciones clínicas obligan después a adaptar el procedimiento.
La primera es la infección por Trichophyton spp., que afecta a menudo a la cara: en una serie de 64 perros infectados por el complejo T. mentagrophytes, las lesiones se localizaban primero en el hocico (48 %), después en el resto de la cabeza excepto los pabellones auriculares (21 %). El inicio de los signos alcanzaba su máximo en octubre, y los perros de caza y los terriers estaban sobrerrepresentados (Pieper et al., 2023). El perro de caza o el terrier con lesiones costrosas y pustulosas de la cara o generalizadas debe hacer buscar N. gypsea, N. persicolor o T. mentagrophytes. La lámpara de Wood suele ser negativa y el examen directo, a menudo difícil de interpretar (Guaguère y Muller, 2016). En estos perros, la histología puede simular un pénfigo (Miller et al., 2013).
La segunda es la infección por N. persicolor, que no afecta a los pelos: obliga a tomar las escamas y la queratina superficial (Miller et al., 2013).
La tercera es la forma nodular. El querion requiere una impresión del exudado, más rentable que el examen de los pelos, y a veces una biopsia (Cornegliani et al., 2009). En las formas erosivas y ulceradas, incluidos el querion y el pseudomicetoma, falta la fluorescencia y el tricograma ayuda poco. Por lo tanto, el cultivo, o incluso varias biopsias, pasan a ser necesarios (Verde, 2018). Los granulomas no se limitan además al querion: se han descrito granulomas dérmicos y subcutáneos por T. mentagrophytes en un perro con dermatofitosis superficial crónica, diagnosticados mediante biopsia y cultivo de los nódulos (Bergman et al., 2002).
8.3 Refugios, criaderos y cribado
En colectividad, ya no se trata solo de confirmar una infección, sino de localizar rápidamente a los animales infectados entre numerosos portadores. La presencia de lesiones es un mal criterio de cribado. En un refugio, 5644 gatos fueron examinados y cultivados con cepillo entre 2003 y 2005. Se aislaron dermatofitos en 584 gatos, de los cuales solo 94 presentaban lesiones. A la inversa, 287 de los 381 gatos con lesiones eran negativos en cultivo (Verbrugge et al., 2006). Una selección basada solo en las lesiones habría dejado pasar el 83,9 % de los gatos positivos. En otro refugio, 273 gatos tenían un cultivo positivo, pero solo 60 de ellos tenían lesiones y eran positivos con la lámpara de Wood y en el examen directo. Los otros 213, sin lesiones y negativos con la lámpara de Wood, se consideraron portadores (Moriello, 2020). En la serie de Puerto Rico ya citada, la proporción de positivos era mayor entre los animales sin lesiones (36 %) que entre los animales con lesiones (13,5 %), sin que la fuente indique el tamaño de cada uno de estos dos grupos (Hernandez-Bures et al., 2021).
Un examen cuidadoso con la lámpara de Wood, desde el ingreso, sirve entonces para localizar a los gatos de alto riesgo. En un refugio que acogía más de 1200 gatos al año, permitió mantener los ingresos y las adopciones durante la erradicación de una dermatofitosis endémica (Newbury et al., 2015). En otro lugar, cuando los resultados de la lámpara de Wood eran discordantes dentro de una camada o de un hogar, todos los gatos eran positivos en cultivo en el 78,8 % de los grupos (DeTar et al., 2019). El cultivo con cepillo o con moqueta sigue siendo la prueba de cribado de los portadores, con una sensibilidad cercana al 90 % para ambas técnicas (Bourdeau et al., 2004). El número de colonias ayuda después a distinguir a los portadores mecánicos de los gatos con lesiones incipientes: Moriello (2014) recomienda para ello combinar el recuento de colonias con un nuevo examen con luz blanca y con la lámpara de Wood. La PCR puede acelerar la salida de los animales indemnes, gracias a su rapidez y a la fiabilidad de su resultado negativo (Jacobson et al., 2018a).
8.4 Seguimiento del tratamiento y curación micológica
La curación clínica no basta: el tratamiento se prolonga hasta la curación micológica (Moriello, 2020).
La lámpara de Wood sirve también para el seguimiento en los gatos cuya infección emite fluorescencia. Al principio de la infección, la fluorescencia solo ocupa la base del pelo. Una vez instaurada la infección, se extiende a todo el tallo. Con un tratamiento eficaz, la base del pelo se apaga primero, la fluorescencia se limita a las puntas y después desaparece (Miller et al., 2013). En un estudio controlado con placebo en gatos tratados con itraconazol sin tópicos, 39 gatos de 40 eran negativos con la lámpara de Wood en la novena semana. En la misma fecha, 36 tenían al menos un cultivo negativo y 24 tenían dos (Moriello, 2020). En este estudio, la fluorescencia había desaparecido por lo tanto antes de la negativización de los cultivos.
Clásicamente se recomendaban dos, o incluso tres, cultivos negativos sucesivos (Miller et al., 2013), con dos semanas de intervalo (Kunder, 2022). En los criaderos, se cultivaba a todos los gatos cada 2 a 4 semanas, porque los gatos que seguían siendo positivos mientras los demás se curaban eran verdaderos reservorios (DeBoer, 2006). En un estudio retrospectivo de 371 gatos de refugio tratados, el primer cultivo negativo anunciaba la curación en el 90,3 % de ellos (Stuntebeck et al., 2020). En los gatos por lo demás sanos, la concordancia entre uno y dos cultivos negativos era muy buena. Las excepciones se debían a dos situaciones: un error de toma de muestra en las tres primeras semanas de tratamiento, o una enfermedad concomitante. Los 17 gatos de este segundo grupo se curaron en 11 semanas de media. En un animal sano, bien tratado y que vive en un entorno limpio, un solo cultivo negativo puede por lo tanto bastar (Stuntebeck et al., 2020). La puntuación de colonias ayuda también a leer la evolución: una puntuación que se mantiene alta indica un fracaso, un aumento brusco una recaída, y oscilaciones entre negativo y P1 una recontaminación por el entorno (Moriello, 2014).
La PCR, en cambio, se presta mal a este seguimiento. En el primer cultivo negativo, la PCR seguía siendo positiva en 14 de los 17 gatos seguidos. En el segundo, lo seguía siendo en 11 de ellos (Jacobson et al., 2018a). Con una qPCR comercial, la prueba específica de M. canis identificó correctamente la curación en 39 de 46 gatos, y la prueba Microsporum spp. en 30 (Moriello et al., 2018). En práctica de referencia, la sensibilidad de la qPCR durante el seguimiento era del 77,8 % y su especificidad del 92 % (Frost et al., 2022). Lavar y secar el pelaje antes de una toma de control elimina las esporas muertas que quedan en los pelos. De lo contrario, su ADN hace que la PCR sea falsamente positiva (Moriello, 2020). Una PCR negativa en un gato tratado sigue siendo compatible con la curación, al igual que un cultivo negativo en un gato sin lesiones y negativo con la lámpara de Wood, salvo algunas puntas de pelo todavía fluorescentes (NAVDF, 2025).
Conclusión
Una prueba que muestra el hongo en el pelo o en el tejido basta para concluir, mientras que ninguna prueba negativa permite descartar la enfermedad. La lámpara de Wood y el dermatoscopio orientan la toma de muestras. El examen directo, tanto de pelos arrancados como con cinta adhesiva, confirma la infección junto al animal. El cultivo es la única prueba que identifica la especie. Pero hay que examinar la colonia al microscopio, porque un medio que vira al rojo no demuestra nada: los mohos también lo hacen. En cuanto al número de colonias, disminuye a medida que el animal se cura. Por lo tanto, es una buena referencia para el seguimiento. La PCR acorta el plazo del diagnóstico, pero también detecta el ADN de las esporas muertas y se presta mal al seguimiento. La biopsia conserva su lugar en las formas nodulares y en las presentaciones que sugieren un pénfigo. El procedimiento debe ser aún más riguroso en el perro, porque en él la dermatofitosis es menos frecuente que la foliculitis bacteriana y las especies no fluorescentes son más numerosas.
Preguntas frecuentes
¿Una lámpara de Wood negativa excluye una tiña?
No. La lámpara de Wood solo detecta M. canis, y las infecciones por Trichophyton o por N. gypsea no emiten fluorescencia o muy poca. Con un usuario entrenado, la fluorescencia se encuentra en la gran mayoría de las infecciones no tratadas por M. canis (Moriello, 2019; Long y Gow, 2026), pero las sensibilidades medidas sobre el terreno son más bajas, del 39,1 % en el perro al 73,8 % en el gato en un mismo estudio (Dubugras et al., 1992).
¿Basta una fluorescencia verde para establecer el diagnóstico?
No. Numerosas sustancias emiten fluorescencia, y una fluorescencia puede persistir tras la curación. Los pelos fluorescentes deben examinarse al microscopio o cultivarse (Miller et al., 2013; Marsella, 2021).
¿Cuánto tiempo hay que conservar un cultivo antes de declararlo negativo?
Catorce días bastan en la gran mayoría de los casos. De 13 772 cultivos, el 98,2 % de los aislados de gatos no tratados y el 96,8 % de los de gatos en tratamiento se obtuvieron en ese plazo (Stuntebeck et al., 2018).
¿El viraje al rojo de un DTM confirma una dermatofitosis?
No. El viraje solo señala una colonia que hay que examinar. Todos los hongos acaban haciendo virar el medio. Solo el microscopio dice cuál ha crecido, según la forma de las conidias (Moriello, 2020; Peano, 2026).
¿Una PCR positiva significa que el animal está infectado?
No necesariamente. La PCR detecta el ADN de las esporas vivas igual que el de las muertas y no distingue el portador de la infección (Moriello, 2020). En cambio, una PCR negativa ha resultado fiable en el gato de refugio (Jacobson et al., 2018a).
Bibliografía
Baumbach C, et al. Identification of Zoophilic Dermatophytes Using MALDI-TOF Mass Spectrometry. Front Cell Infect Microbiol. 2021;11:631681.
Begum J, et al. Recent advances in the diagnosis of dermatophytosis. J Basic Microbiol. 2020;60(4):293-303.
Bensignor E. Diagnostic et traitement des dermatophytoses du chien et du chat : proposition de référentiel du GEDAC [en francés]. In: Proceedings GEDAC 2016.
Bergman RL, Medleau L, Hnilica K, Howerth E. Dermatophyte granulomas caused by Trichophyton mentagrophytes in a dog. Vet Dermatol. 2002;13(1):49-52.
Bescrovaine JO, et al. Nannizzia Species Causing Dermatophytosis in Cats and Dogs: First Report of Nannizzia incurvata as an Etiological Agent in Brazil. Med Mycol. 2023;61(10).
Bettenay S. Dermatophyte cultures, in-house test, interpreting dermatophyte tests (diapositivas). In: European Veterinary Dermatology Congress ESVD-ECVD; 2018.
Bourdeau P, et al. P-10 Comparison of carpet and toothbrush methods for the detection of asymptomatic carriage of dermatophytes in cats. Vet Dermatol. 2004;15(s1):44.
Bourdeau P. Dermatophytosis in dogs and cats. In: 34th European Veterinary Dermatology Congress, Gothenburg; 2023.
Bouza-Rapti P, Karafylia A, Tamvakis A, Farmaki R. Comparison of Adhesive Tape Impression Cytology, Hair Plucks, and Fungal Culture for the Diagnosis of Dermatophytosis in Dogs and Cats. Vet Sci. 2023;10(3).
Bouza-Rapti P, Karafylia A, Tamvakis A, Polizopoulou Z, Koutinas C, Farmaki R. Clinical, epidemiological and diagnostic data of canine and feline dermatophytosis in Greece: A retrospective study. In: 35th European Veterinary Dermatology Congress, Bilbao; 2025.
Cafarchia C, et al. The epidemiology of canine and feline dermatophytoses in southern Italy. Mycoses. 2004;47(11-12):508-513.
Cafarchia C, Gasser RB, Figueredo LA, Weigl S, Danesi P, et al. An improved molecular diagnostic assay for canine and feline dermatophytosis. Med Mycol. 2013;51(2):136-143.
Colombo S, Fabbri E, Scarampella F. Epidemiological and Clinical Features of Dermatophytosis in a Referral Practice in Italy: A Retrospective Study in Different Feline Breeds. Vet Dermatol. 2026;37(3):399-404.
Cornegliani L, et al. Canine nodular dermatophytosis (kerion): 23 cases. Vet Dermatol. 2009;20(3):185-190.
Coyner KS, ed. Clinical atlas of canine and feline dermatology. John Wiley & Sons; 2020.
Căpitan R, Schievano C, Noli C. Evaluation of the value of staining hair samples with a modified Wright-Giemsa stain and/or showing illustrated guidelines for the microscopic diagnosis of dermatophytosis in cats. Vet Dermatol. 2018.
DeBoer DJ. Dermatophytosis: Recent Advances in Treatment and Control. In: Proceedings of the North American Veterinary Dermatology Forum; 2006. p. 73-78.
DeBoer DJ. In-clinic diagnostic testing for dermatophytosis. Methods and Helpful Hints. In: 28th Annual Congress of the ESVD-ECVD, Krakow; 2015.
DeTar LG, et al. Descriptive epidemiology and test characteristics of cats diagnosed with Microsporum canis dermatophytosis in a Northwestern US animal shelter. J Feline Med Surg. 2019;21(12):1198-1205.
Di Mattia D, Fondati A, Monaco M, Pasquetti M, Peano A. Comparison of two inoculation methods for Microsporum canis culture using the toothbrush sampling technique. Vet Dermatol. 2019;30(1):60-e17.
Dong C, Angus J, Scarampella F, Neradilek M. Evaluation of dermoscopy in the diagnosis of naturally occurring dermatophytosis in cats. Vet Dermatol. 2016;27(4):275-e65.
Drouot S, Mignon B, Fratti M, Roosje P, Monod M. Pets as the main source of two zoonotic species of the Trichophyton mentagrophytes complex in Switzerland, Arthroderma vanbreuseghemii and Arthroderma benhamiae. Vet Dermatol. 2009;20(1):13-18.
Dubugras MTB, et al. Dermatofitoses e leveduroses de cães e gatos. Aspectos diagnósticos. Braz J Vet Res Anim Sci. 1992.
Frost K, et al. A retrospective analysis of the concordance of in-house fungal culture and a commercial quantitative PCR from 16 dermatology referral practices across the USA (2018-2019). Vet Dermatol. 2022;33(5):392-397.
Guaguère E, Muller A. Les dermatoses pustuleuses [en francés]. In: Proceedings GEDAC 2016.
Guillot J, Latié L, Deville M, Halos L, Chermette R. Evaluation of the dermatophyte test medium RapidVet-D. Vet Dermatol. 2001;12(3):123-127.
Heinrich NA, Eisenschenk M, Harvey RG, Nuttall T. Skin Diseases of the Dog and Cat. 3rd ed. CRC Press; 2019.
Hernandez-Bures A, et al. Survey of dermatophytes in stray dogs and cats with and without skin lesions in Puerto Rico and confirmed with MALDI-TOF MS. PLoS One. 2021;16(9):e0257514.
Hnilica KA, Patterson AP. Small Animal Dermatology, A Color Atlas and Therapeutic Guide. 4th ed. Elsevier; 2017.
Iduu NV, Kantzler R, Raiford D, Bixler B, Chenoweth K, et al. Dual-Emission FRET-PCR Outperforms SYBR Green and EvaGreen for Accurate Discrimination of Primary Canine Dermatophytes: Microsporum canis, Nannizzia gypsea, and Trichophyton mentagrophytes. J Fungi (Basel). 2025;11(10).
Jacobson LS, McIntyre L, Mykusz J. Comparison of real-time PCR with fungal culture for the diagnosis of Microsporum canis dermatophytosis in shelter cats: a field study. J Feline Med Surg. 2018a;20(2):103-107.
Jacobson LS, McIntyre L, Mykusz J. Assessment of real-time PCR cycle threshold values in Microsporum canis culture-positive and culture-negative cats in an animal shelter: a field study. J Feline Med Surg. 2018b;20(2):108-113.
Jańczak D, Górecki P, Maj AK. PCR-based methods in detection and identification of dermatophytes in dogs and cats with suspected dermatophytosis in 2021 in Poland. Pol J Vet Sci. 2023;26(4):629-634.
Kaufmann R, Blum SE, Elad D, Zur G. Comparison between point-of-care dermatophyte test medium and mycology laboratory culture for diagnosis of dermatophytosis in dogs and cats. Vet Dermatol. 2016;27(4):284-e68.
Kunder D. Fungal and Oomycete Infections. In: Logas D, ed. Diagnostics and Therapy in Veterinary Dermatology. John Wiley & Sons; 2022.
Kusolsongkhrokul R, et al. Feline Dermatophytic Pseudomycetoma (Microsporum canis) Infection with Acinetobacter ursingii in a British Shorthair Cat: A Case Report in Thailand. Am J Anim Vet Sci. 2025.
L’Ollivier C, et al. MALDI-TOF-Based Dermatophyte Identification. Mycopathologia. 2017;182(1-2):183-192.
Long S, Gow D. A guide to in-house dermatological tests. In Pract. 2026;48(3):138-152.
Lopes R, et al. Dermatophytosis in Companion Animals in Portugal: A Comprehensive Epidemiological Retrospective Study of 12 Years (2012-2023). Microorganisms. 2024;12(8):1727.
Ludwig CB, Tyler SA, Lima T, Vogelnest LJ. A prospective study evaluating the adhesive tape impression for the diagnosis of dermatophytosis in dogs and cats. Vet Dermatol. 2024;35(6):694-703.
Marsella R. Clinical approach to feline dermatologic diseases. Edra; 2021.
Mendes ALS, de Azevedo MI, Bicalho APDC. Dermatophytosis in cats: A comprehensive study on diagnostic methods and their accuracy. Open Vet J. 2024;14(4):1072-1075.
Mignon BR, Losson BJ. Prevalence and characterization of Microsporum canis carriage in cats. J Med Vet Mycol. 1997;35(4):249-256.
Miller WH, Griffin CE, Campbell KL. Muller and Kirk’s Small Animal Dermatology. 7th ed. Philadelphia: WB Saunders; 2013.
Moriello K. Dermatophytosis: Trouble Shooting Diagnostics, Clinic Decontamination and Client Education. In: Proceedings NAVDF 2014.
Moriello KA, Coyner K, Paterson S, Mignon B. Diagnosis and treatment of dermatophytosis in dogs and cats.: Clinical Consensus Guidelines of the World Association for Veterinary Dermatology. Vet Dermatol. 2017;28(3):266-e68.
Moriello KA, et al. Use of a commercial qPCR assay in 52 high risk shelter cats for disease identification of dermatophytosis and mycological cure. Vet Dermatol. 2018;29(1):66-e26.
Moriello KA, Verbrugge MJ, Kesting RA. Effects of temperature variations and light exposure on the time to growth of dermatophytes using six different fungal culture media inoculated with laboratory strains and samples obtained from infected cats. J Feline Med Surg. 2010;12(12):988-990.
Moriello KA. Dermatophytosis. In: Noli C, Colombo S, eds. Feline Dermatology. Springer Nature Switzerland; 2020.
Moriello KA. Evidence based medicine for treatment and debunking ringworm folklore: Part I & II. In: 31st European Veterinary Dermatology Congress, Liverpool; 2019.
Moriello KA. Moriello’s Small Animal Dermatology, Volume 1, Fundamental Cases and Concepts. 2nd ed. John Wiley & Sons; 2022.
Mrazkova K, Konvalinova J, Bedanova I. Reliability of using Wood’s lamp by shelter personnel to diagnose Microsporum canis in cats. Vet Med (Praha). 2023;68(7):281-286.
Müş Tak HK, Ünal G, Müş Tak INBA. Detection of Microsporum canis and Trichophyton mentagrophytes by loop-mediated isothermal amplification (LAMP) and real-time quantitative PCR (qPCR) methods. Vet Dermatol. 2022;33(6):516-522.
Nardoni S, Franceschi A, Mancianti F. Identification of Microsporum canis from dermatophytic pseudomycetoma in paraffin-embedded veterinary specimens using a common PCR protocol. Mycoses. 2007;50(3):215-217.
NAVDF. ADVT notes and clinical notes, diagnosis of dermatophytes. In: Proceedings of the North American Veterinary Dermatology Forum; 2025.
NAVDF. ADVT session, fungal infections. In: Proceedings of the North American Veterinary Dermatology Forum; 2018.
Newbury SP, et al. Management of endemic Microsporum canis dermatophytosis in an open admission shelter: a field study. J Feline Med Surg. 2015;17(4):342-347.
Patel A, Forsythe P. Saunders Solutions in Veterinary Practice: Small Animal Dermatology. Elsevier; 2008.
Peano A. Diagnostic methods for dermatophytosis: is there a gold standard test? In: 36th European Veterinary Dermatology Congress ESVD-ECVD, Lille; 2026.
Peters J, et al. Comparative analysis of canine dermatophytosis and superficial pemphigus for the prevalence of dermatophytes and acantholytic keratinocytes: a histopathological and clinical retrospective study. Vet Dermatol. 2007;18(4):234-240.
Pieper JB, Bowden DG, Berger DJ, Noxon JO, Grable SL, Campbell KL. Trichophyton mentagrophytes complex: A retrospective study of 64 dogs from the Central United States (1997-2020). Vet Dermatol. 2023;34(4):310-317.
Piri F, Zarei Mahmoudabadi A, Ronagh A, Ahmadi B, Makimura K, et al. Assessment of a pan-dermatophyte nested-PCR compared with conventional methods for direct detection and identification of dermatophytosis agents in animals. Mycoses. 2018;61(11):837-844.
Plozner N, Errichetti E, Scarampella F. Diagnostic Value and Limitations of Dermoscopy in Humans and Animals: A Critical Comparative Analysis. Vet Dermatol. 2026;37(5):636-649.
Pressanti C. Teigne : où en est-on ? Diagnostic, traitements [en francés]. In: Proceedings GEDAC 2023.
Santana AE, Taborda CP, Severo JS, Rittner GMG, Muñoz JE, et al. Development of enzyme immunoassays (ELISA and Western blot) for the serological diagnosis of dermatophytosis in symptomatic and asymptomatic cats. Med Mycol. 2018;56(1):95-102.
Scarampella F, et al. Dermoscopic features in 12 cats with dermatophytosis and in 12 cats with self-induced alopecia due to other causes: an observational descriptive study. Vet Dermatol. 2015;26(4):282-e63.
Simpson DL. Dermatophytosis in dogs, update on diagnosis and treatment. In: Proceedings of the Continuing Education Program, 9th World Congress of Veterinary Dermatology; 2020.
Sparkes A, et al. Microsporum canis: Inapparent carriage by cats and the viability of arthrospores. J Small Anim Pract. 1994;35(8):397-401.
Stuntebeck R, et al. Evaluation of incubation time for Microsporum canis dermatophyte cultures. J Feline Med Surg. 2018;20(10):997-1000.
Stuntebeck R, et al. One vs two negative fungal cultures to confirm mycological cure in shelter cats treated for Microsporum canis dermatophytosis: a retrospective study. J Feline Med Surg. 2020;22(6):598-601.
Verbrugge M, Moriello K, Newbury S. Correlation of lesions and culture status in cats with skin lesions at the time of admission to an open admission shelter. In: 21st Proceedings of the North American Veterinary Dermatology Forum; 2006.
Verde M. Dermatological diagnosis in dogs. An approach based on clinical patterns. Grupo Asís Biomedia; 2018.
Wang L, et al. Rapid and Visual RPA-Cas12a Fluorescence Assay for Accurate Detection of Dermatophytes in Cats and Dogs. Biosensors. 2022;12(8):636.
Zineldar HA, El-Neshwy WM, Cristina RT, Abouzeid NZ, Eisa MI, et al. Molecular Diagnostics and Control of Zoonotic Dermatophytosis: First Detection of Trichophyton indotineae in a Dog in Africa. Animals (Basel). 2025;15(17).
