Die Dermatophytose ist eine Infektion keratinisierter Gewebe, also der Haare, der Hornschicht und der Krallen, durch Pilze, die Keratin verdauen können. Bei Hund und Katze wird sie vor allem durch Microsporum canis, Nannizzia gypsea und den Trichophyton-mentagrophytes-Komplex verursacht. Sie ist ansteckend und auf den Menschen übertragbar. Die Diagnose sollte daher so schnell wie möglich gestellt werden.
Das klinische Bild der Dermatophytose ist jedoch so variabel, dass sie in die Differenzialdiagnose fast jeder Alopezie gehört. Kein einzelner Test löst alle Situationen: Jeder beantwortet eine bestimmte Frage, mit eigenen Stärken und Schwächen. Deshalb wird hier ein Überblick über alle verfügbaren mykologischen Untersuchungen gegeben.
1 Was die Diagnose klären muss
1.1 Beteiligte Arten und aktuelle Nomenklatur
Die Einteilung der Dermatophyten wurde durch genetische Analysen neu geordnet. Heute werden sechs pathogene Gattungen unterschieden: Microsporum, Trichophyton, Epidermophyton, Nannizzia, Lophophyton und Arthroderma (Begum et al., 2020). So wurde Microsporum gypseum zu Nannizzia gypsea (Lopes et al., 2024). Ebenso sprechen neuere Publikationen von Nannizzia persicolor, wo ältere Lehrbücher Microsporum persicolor beschrieben (Miller et al., 2013).
Microsporum canis überwiegt bei Weitem. In einer portugiesischen Serie von 4.716 Proben aus den Jahren 2012 bis 2023 machte er 63,9 % der positiven Kulturen aus, vor Trichophyton spp. (20,3 %) und Nannizzia gypsea (8,1 %). Der Anteil positiver Kulturen war bei der Katze (17,4 %) höher als beim Hund (9,1 %) (Lopes et al., 2024). Bei Katzen in der Überweisungspraxis ist M. canis oft der einzige isolierte Erreger: Unter 1.457 Katzen einer italienischen Serie waren alle 54 Dermatophytosen durch M. canis bedingt (Colombo et al., 2026). In einer brasilianischen Studie machte Nannizzia 24,4 % der beim Hund isolierten Dermatophyten aus, gegenüber 7,1 % bei der Katze (Bescrovaine et al., 2023).
Die Art weist auf die Ansteckungsquelle hin: eine Katze, den Boden, ein Nagetier oder einen Igel. Sie bestimmt auch den Wert bestimmter Untersuchungen, denn nur M. canis zeigt die Fluoreszenz unter der Wood-Lampe (Miller et al., 2013).
1.2 Infektion, mechanisches Trägertum und Kontamination
Ein aus dem Fell isolierter Dermatophyt bedeutet nicht zwingend eine Infektion, denn die Bürste nimmt auch Sporen auf, die nur vorübergehend vorhanden sind (Miller et al., 2013). Man unterscheidet drei Situationen: die Infektion bei einem ansonsten gesunden Tier, die asymptomatische Infektion und die positive Kultur ohne Läsionen, die lediglich ein mechanisches Trägertum von Sporen widerspiegelt (Moriello, 2019). Von 467 gesunden Katzen im Besitz von Tiermedizinstudierenden trugen 2,1 % M. canis; bei 134 zusammenlebenden Tierheimkatzen erreichte dieser Anteil 15,7 % (Mignon und Losson, 1997). Bei 181 gesunden Katzen aus der Praxis wurde M. canis bei vier Katzen isoliert, die alle aus Haushalten mit mehr als zwei Katzen stammten (Sparkes et al., 1994).
Die tatsächlich infizierte Katze unterhält die Vermehrung des Pilzes und verbreitet große Mengen an Sporen. Der mechanische Träger dagegen transportiert nur, was er aufgenommen hat. Sobald die aktive Quelle entfernt ist, hört die Verbreitung daher auf (Mignon und Losson, 1997).
1.3 Ein positiver Test kann genügen, ein negativer Test schließt die Dermatophytose aber nicht aus
Der Konsens der World Association for Veterinary Dermatology (WAVD) erkennt keinen einzelnen Test als Goldstandard an (Moriello et al., 2017; Peano, 2026). Ein positiver Test kann dennoch beweisend sein, wenn er den Pilz im Gewebe selbst zeigt: Hyphen oder Arthrosporen an einem Haar beweisen die Dermatophytose (Miller et al., 2013). Nur zwei Methoden liefern diesen Beweis einer echten Follikelinfektion, die direkte mikroskopische Untersuchung und die Hautbiopsie. Die direkte Untersuchung kann an ausgezupften Haaren, an einem Hautgeschabsel oder an einem auf die Läsion geklebten Klebestreifen erfolgen (Moriello, 2019). Andere positive Ergebnisse weisen die Richtung, ohne zu beweisen. Die Fluoreszenz unter der Wood-Lampe bezeichnet Haare, die durch die direkte Untersuchung oder die Kultur bestätigt werden müssen, und eine positive Kultur kann nur ein Trägertum widerspiegeln.
Ein negatives Ergebnis schließt die Krankheit dagegen nie aus. Die Wood-Lampe bleibt negativ, wenn die Art nicht fluoresziert. In einer Serie von Kerionen, der knotigen und entzündlichen Form der Dermatophytose, war sie bei allen 23 Hunden negativ (Cornegliani et al., 2009). Die direkte Untersuchung zeigt Pilzelemente nur in 40 bis 70 % der Fälle (Miller et al., 2013). Bei starkem klinischem Verdacht verlangt ein erstes negatives Ergebnis daher eine weitere Untersuchung und nicht den Abschluss der Diagnostik.
2 Die Wood-Lampe
2.1 Prinzip, fluoreszierende Arten und Untersuchungsbedingungen
Die Wood-Lampe sendet ultraviolette Strahlung aus. Unter dieser Strahlung zeigen Haare, die von bestimmten Stämmen von M. canis befallen sind, eine apfelgrüne Fluoreszenz, die dem Haarschaft folgt (Moriello, 2020). Diese Fluoreszenz beruht auf einem wasserlöslichen Metaboliten in der Rinde oder im Mark des Haares: dem Pteridin (Marsella, 2021; Pressanti, 2023) oder einem Tryptophan-Metaboliten. Schuppen, Krusten und Kulturen fluoreszieren nicht (Miller et al., 2013). Andere fluoreszenzfähige Dermatophyten sind bei den Haus-Fleischfressern eine Ausnahme: Microsporum audouinii, M. distortum und Trichophyton schoenleinii. N. gypsea fluoresziert nur selten und schwach; T. mentagrophytes fluoresziert nie.
Miller et al. (2013) geben eine Wellenlänge von 253,7 nm an. Neuere Werke nennen einen Bereich von 320 bis 400 nm (Moriello, 2020; Simpson, 2020; Pressanti, 2023). Hnilica und Patterson (2017) geben 340 bis 450 nm an, Coyner (2020) 320 bis 450 nm mit einem Maximum bei 365 nm. Die Wood-Lampe ist kein einfaches Schwarzlicht. Schwarzlicht sendet viel sichtbares blaues Licht aus, das das Ablesen der Fluoreszenz stört (Coyner, 2020). Empfohlen wird eine medizinische Lampe mit Netzanschluss und eingebauter Lupe. Batteriebetriebene Lampen gelten dagegen als ungeeignet (Moriello, 2014; Moriello, 2020).
Miller et al. (2013) und Coyner (2020) empfehlen, die Lampe 5 bis 10 Minuten vor der Untersuchung einzuschalten, da Wellenlänge und Intensität von der Temperatur abhängen sollen. Moriello (2014, 2020) hält die Lampe dagegen ab dem Einschalten für funktionsfähig. Die von manchen beobachtete „verzögerte Fluoreszenz“ beruht nach ihr auf der Zeit, die das Auge des Untersuchers zur Dunkeladaptation braucht. Eine neuere Übersicht hält die 5-minütige Aufwärmphase ebenfalls für einen Irrglauben und rät, diese Zeit der Dunkeladaptation des Auges zu widmen (Long und Gow, 2026). Andere Autoren empfehlen, sowohl die Lampe aufwärmen zu lassen als auch den Augen Zeit zur Dunkeladaptation zu geben (DeBoer, 2015; Hnilica und Patterson, 2017). Die empfohlene Aufwärmzeit selbst reicht von 2 Minuten (Verde, 2018) bis zu mindestens 10 Minuten (NAVDF, 2025).
Das Tier wird in einem völlig abgedunkelten Raum untersucht, die Lampe nach Simpson (2020) in 2 bis 4 cm Abstand zur Haut gehalten, nach Verde (2018) in 5 bis 10 cm. Eine vollständige Untersuchung dauert 2 bis 5 Minuten, mit besonderer Aufmerksamkeit für Kopf, Gesicht und Gliedmaßen. Beim Kätzchen kann sich eine beginnende Infektion auf einige winzige Büschel fluoreszierender Haare im Gesicht oder an den Gliedmaßen beschränken, die eine hastige Untersuchung übersieht (DeBoer, 2015). Die häufigsten Fehler sind, keine echte Wood-Lampe zu verwenden, in einem nicht ausreichend dunklen Raum zu arbeiten und sich nicht genug Zeit zu nehmen (Moriello, 2022). Infizierte Haare verbergen sich oft unter Krusten und Schuppen. Diese müssen daher angehoben werden (Miller et al., 2013).
Foto 1: Wood-Lampe
2.2 Leistung bei Katze und Hund
Die veröffentlichten Zahlen schwanken um das Doppelte, und der Unterschied liegt zunächst in der Technik. Die ältesten Publikationen halten fest, dass etwa die Hälfte der M.-canis-Infektionen fluoresziert (Miller et al., 2013), und historische Daten reichen von 30 bis 54 % (Ludwig et al., 2024). Die Autoren des WAVD-Konsenses vertreten dagegen, dass die Fluoreszenz eine Eigenschaft der Art ist und bei korrekter Ausrüstung und Methode in der großen Mehrheit der unbehandelten Infektionen sichtbar wird: bei mehr als 91 % der unbehandelten Tiere nach Moriello (2019), bei fast 100 % nach einer neueren Übersicht (Long und Gow, 2026) und in 70 bis 100 % der Fälle bei einem geübten Anwender (Kunder, 2022). Für diese Autoren liegen falsch negative Ergebnisse daher eher an der Untersuchung als am Pilz: ungeeignete Ausrüstung, fehlende Lupe, schwierige Fixierung oder unzureichende Technik (Moriello, 2020). Ein negatives Ergebnis sagt somit mehr über die Bedingungen der Untersuchung aus als über die Infektion selbst.
Feldstudien messen etwas anderes, nämlich was der Untersucher unter realen Bedingungen erkennt. Ihre Sensitivitäten bleiben daher unter dem, was der Konsens für möglich hält, und keine übersteigt 71 %. Die Wood-Lampe erkannte 45,5 % von 77 kulturbestätigten M.-canis-Infektionen in einer italienischen Serie (Cafarchia et al., 2004), 13 von 20 erkrankten Tieren in einer prospektiven Studie (Ludwig et al., 2024), 66,8 % der infizierten Katzen eines nordamerikanischen Tierheims (DeTar et al., 2019) und 71 % derjenigen eines tschechischen Tierheims (Mrazkova et al., 2023). Ihre Spezifität, berechnet gegenüber der Kultur, reichte von 74,8 % im ersten bis 92 % im zweiten Tierheim. Beim Hund, bei dem nicht fluoreszierende Arten häufiger sind, wird der Abstand größer: In einer brasilianischen Studie an 282 Tieren betrug die Sensitivität beim Hund 39,1 % gegenüber 73,8 % bei der Katze, bei einer Spezifität von 89,2 % bzw. 80,7 % (Dubugras et al., 1992).
Der WAVD-Konsens hält seinerseits fest, dass die Wood-Lampe gute positive und negative Vorhersagewerte hat (Moriello et al., 2017).
2.3 Falsch positive und falsch negative Ergebnisse, Auswahl der zu entnehmenden Haare
Falsch positive Ergebnisse sind häufig, wenn man sich mit einem diffusen Schimmer begnügt. Keratin, Seife, Erdölprodukte, Teppichfasern und zahlreiche topische Mittel leuchten ebenfalls unter der Lampe (Miller et al., 2013). Manche Bakterien wie Pseudomonas aeruginosa tun dies auch, jedoch ohne den apfelgrünen Farbton eines infizierten Haares. Die Farbe hilft bei der Unterscheidung: Vaseline ergibt einen violetten Schimmer, Salicylsäure einen grünlichen Ton, weiße Kleidung einen blauweißen Reflex (Verde, 2018). Epidermale Trümmer ergeben einen weißlichen bis violetten Hof, während die echte Fluoreszenz leuchtend apfelgrün ist, vergleichbar mit dem Zifferblatt einer Leuchtuhr (DeBoer, 2015). Jede Fluoreszenz von Schuppen, Krusten oder Krallen ist falsch. Um diese Fehler zu begrenzen, muss man einzelne Haarschäfte fluoreszieren sehen (Miller et al., 2013; DeBoer, 2015). Die Fluoreszenz braucht außerdem Zeit, um aufzutreten: Sie ist im Allgemeinen nach 10 bis 14 Tagen Infektion sichtbar (Ludwig et al., 2024). Falsch negative Ergebnisse beruhen ihrerseits auf der beteiligten Art, auf nicht fluoreszierenden Stämmen oder auf zuvor aufgetragenen topischen Mitteln: Jod, Povidon-Jod oder Captan zum Beispiel unterdrücken die Fluoreszenz (Miller et al., 2013; Verde, 2018).
Eine Fluoreszenz ist auch kein Beweis für eine aktive Infektion, denn sie geht nicht zwingend mit Sporen im Haar einher. Sie kann zudem nach der Heilung an den Haaren fortbestehen. Ein fluoreszierender Bereich kann sich daher im Trichogramm oder in der Kultur als negativ erweisen (Marsella, 2021). Deshalb wird das Vorhandensein des Dermatophyten durch die mikroskopische Untersuchung der Haare oder, vorzugsweise, durch die Kultur bestätigt (DeBoer, 2006; DeBoer, 2015).
Der beste Einsatz der Wood-Lampe besteht daher nicht darin, die Diagnose zu stellen, sondern die zu untersuchenden oder zu kultivierenden Haare auszuwählen (Miller et al., 2013). Die fluoreszierenden Haare werden mit der Pinzette ausgezupft. Fluoresziert der abgeschnittene Schaft, muss auch sein aus dem Follikel gezogener proximaler Teil fluoreszieren. Dieselbe Lampe hilft dann, diese Haare auf dem Präparat wiederzufinden, wobei sie neben das Mikroskop gestellt oder 2 bis 3 cm über den Objektträger gehalten wird (Miller et al., 2013; Moriello, 2020).
3 Die Dermatoskopie
3.1 Aussehen infizierter Haare
Das Dermatoskop ist eine beleuchtete Handlupe mit etwa zehnfacher Vergrößerung. Scarampella et al. (2015) beschrieben die Bilder bei 12 Katzen mit Dermatophytose und 12 Katzen mit selbst verursachter Alopezie. Bei den infizierten Katzen zeigten die umschriebenen Läsionen undurchsichtige, leicht gebogene und abgebrochene Haare von gleichmäßiger Dicke, als „Kommahaare“ bezeichnet. Sie wurden von braunen bis gelben Schuppen begleitet. Die Katzen mit selbst verursachter Alopezie zeigten dagegen normale Schäfte, die in unterschiedlicher Länge glatt abgebrochen waren, auf gleicher Höhe abgeschnittene Büschel sowie hakenförmige oder eingerollte Haare. Die Untersuchung erfordert keine Sedierung (Scarampella et al., 2015).
Wie die Wood-Lampe dient das Dermatoskop zunächst dazu, die Haare für die direkte Untersuchung zu finden, mit oder ohne Wood-Lampe. Infizierte Haare sind bei hell gefärbten Katzen leichter zu erkennen. Das Haupthindernis ist die Kooperation des Tieres (Moriello, 2020).
3.2 Leistung und Grenzen
In einer Studie hatten 36 von 67 Katzen eine positive Kultur. Die Dermatoskopie war bei 21 dieser 36 Katzen positiv. Das Dermatoskop hilft bei der Auswahl der zu kultivierenden Haare, aber die Diagnose muss auf mehreren Tests beruhen (Dong et al., 2016). In einer brasilianischen Studie, die sechs Methoden an denselben Proben von 48 Katzen verglich, ergaben Dermatoskopie und direkte Untersuchung als unbefriedigend beurteilte Ergebnisse (Mendes et al., 2024). Eine neuere systematische Übersicht zur veterinärmedizinischen Dermatoskopie betont den Bedarf an standardisierter Terminologie und prospektiven Studien (Plozner et al., 2026).
Beim derzeitigen Stand bleibt die Dermatoskopie daher ein Orientierungswerkzeug, das weder die direkte Untersuchung noch die Kultur ersetzt (Dong et al., 2016; Moriello, 2020).
4 Die direkte Untersuchung
4.1 Probenentnahme und Aufhelltechniken
Die direkte Untersuchung ist kostengünstig und kann die Dermatophytose schon bei der ersten Konsultation bestätigen (Moriello, 2020). Die Haare werden am Rand frischer oder sich ausbreitender, unbehandelter Läsionen entnommen; gesucht werden abgebrochene oder deformierte Haare in Verbindung mit Entzündung, Schuppen oder Krusten (Miller et al., 2013). Ist die Wood-Lampe positiv, werden die fluoreszierenden Haare ausgezupft. Bei der Katze bestätigte die Kombination eines oberflächlichen Geschabsels mit dem Auszupfen von Haaren am Läsionsrand die Diagnose in 87,5 % der Fälle, ohne Hilfe der Wood-Lampe (Moriello, 2020). Bei manchen stark vernarbenden Infektionen mit Trichophyton spp. und bei allen Infektionen mit N. persicolor finden sich die Hyphen nur in der Hornschicht: Dann muss man die Schuppen abschaben und darf sich nicht mit den Haaren begnügen (Miller et al., 2013). Der auf die Krusten geklebte Klebestreifentest macht die Hyphen sichtbar (Guaguère und Muller, 2016). In der Praxis werden Schuppen und Krusten daher mit einer stumpfen Klinge oder einem Spatel am Rand der Läsionen abgeschabt, und der Klebestreifen wird direkt auf die Krusten gedrückt.
Beim Tier ist der Befall fast immer ektothrix: Die Arthrokonidien bilden eine Manschette an der Oberfläche des Haarschafts, während der Endothrix-Befall, bei dem sich die Sporen im Schaft bilden, eine Ausnahme ist. Das Aufhellen des Keratins ist daher weniger notwendig als beim Menschen. Für Miller et al. (2013) genügt Mineralöl. Andere hellen Haare und Schuppen mit einigen Tropfen 10- bis 20%iger Kalilauge auf. Der Objektträger wird dann 15 bis 20 Sekunden sanft erwärmt, ohne zu kochen, oder 30 Minuten bei Raumtemperatur stehen gelassen (Miller et al., 2013). Moriello (2020) rät von jedem Aufhellungsmittel ab, da es die Fluoreszenz zerstört, Artefakte erzeugt und die Mikroskopobjektive beschädigt. Für Peano (2026) verbessert das Aufhellen die Beurteilung keratinreicher Proben, während für reine Haare Mineralöl genügt. Die Wahl richtet sich daher nach der Art der Probe. Das Absenken und Schließen des Mikroskopkondensors erhöht den Kontrast und lässt Sporen und Hyphen hervortreten (Kunder, 2022). Um das Auffinden weiter zu erleichtern, kann man dem Öl Lactophenol-Baumwollblau oder Neu-Methylenblau zusetzen und 10 bis 15 Minuten warten: Infizierte Haare nehmen einen bläulichen Farbton an (Moriello, 2020).
Mit dem 4er- oder 10er-Objektiv sind infizierte Haare leicht zu erkennen. Sie sind breiter, blasser und oft stärker lichtbrechend als normale Haare, die im Vergleich wie einfache Fäden wirken (Moriello, 2020). Ihr Umriss ist aufgetrieben, ausgefranst und unscharf, und die Grenze zwischen Kutikula, Rinde und Mark verschwindet. Diese Zeichen sind in der Nähe des Bulbus besser zu sehen (Miller et al., 2013). Sind sie abgebrochen, fransen ihre Enden wie ein Besen aus (Hnilica und Patterson, 2017). Die Arthrokonidien bilden eine Manschette aus kleinen runden Elementen um das Haar, während die Hyphen im Inneren des Schafts wachsen. Die Größe der Konidien weist auf die Gattung hin, ohne sie festzulegen: Konidien von 5 bis 8 µm in lockeren Ketten bei N. gypsea, von 3 bis 7 µm in dichten Ketten bei T. mentagrophytes (Miller et al., 2013). Schließlich bilden Dermatophyten im Gewebe keine Makrokonidien. Jede im Fell gefundene Makrokonidie stammt daher von einem Saprophyten oder aus einer Umweltkontamination (Miller et al., 2013).
Foto 2: Befallenes Haar
4.2 Ausgezupfte Haare oder Klebestreifen: vergleichende Studien
Eine griechische Studie verglich ausgezupfte Haare mit dem auf die Läsion geklebten Klebestreifen bei 45 Tieren: 30 Hunden, davon 19 mit Alopezie und 11 mit Kerion, und 15 Katzen. Der Klebestreifen ermöglichte die Diagnose bei 82,2 % von ihnen, die ausgezupften Haare bei 66,7 % und die Kultur bei 80 % (Bouza-Rapti et al., 2023). Bei den Kerionen hatten Klebestreifen und Kultur dieselbe Sensitivität, 10 von 11 Fällen, gegenüber 4 von 11 für die ausgezupften Haare. Dasselbe griechische Team bestätigte dieses Ergebnis an einer retrospektiven Serie von 40 Hunden, davon 14 mit Kerion, und 36 Katzen: Beim Kerion war der Klebestreifen 8-mal sensitiver als das Trichogramm (Bouza-Rapti et al., 2025). Eine prospektive australische Studie umfasste 5 Hunde und 15 Katzen. Der durchsichtige, 1,8 cm breite Klebestreifen wurde mindestens 4-mal auf die Läsion gedrückt, im Zentrum wie am Rand, bis er nicht mehr haftete. Der Streifen wurde dann mit einer Romanowsky-Färbung (May-Grünwald-Giemsa oder Diff-Quik) gefärbt, zunächst mit dem 4er-Objektiv durchgesehen, um die interessanten Bereiche zu finden, und schließlich unter Ölimmersion beurteilt. Der Klebestreifen war bei allen 20 Tieren positiv, das Trichogramm bei 18, die Kultur bei 19 und die Wood-Lampe bei 13. Bei den 3 mit einer anderen Art als M. canis infizierten Hunden waren Hyphen das einzige sichtbare Pilzelement. Der einzige im Trichogramm negative Fall beim Hund, eine Infektion mit T. mentagrophytes, wurde durch den Klebestreifen erfasst. Die Pilzelemente waren auf dem Klebestreifen auch leichter zu finden: Sie besetzten bei 18 von 20 Tieren mehr als 20 Gesichtsfelder bei starker Vergrößerung, gegenüber 11 von 20 beim Trichogramm. Auf dem Streifen lagen sie in Kontakt mit Neutrophilenhaufen und Keratinozytenflößen und nicht nur mit Fragmenten abnormer Haare (Ludwig et al., 2024).
Bei knotigen Läsionen erwies sich der Abklatsch des Exsudats als noch aufschlussreicher. Bei 23 Hunden mit Kerion zeigte er bei 21 von ihnen Arthrosporen, frei oder in Haarfragmenten inmitten einer pyogranulomatösen Entzündung. Die Untersuchung ausgezupfter Haare war nur bei 8 Hunden positiv (Cornegliani et al., 2009). Den Abklatsch gewinnt man, indem man einen Objektträger auf das durch Druck auf den Knoten gewonnene Exsudat drückt; er wird dann wie eine gewöhnliche Zytologie gefärbt. Die klassische Hautzytologie kann bei schweren Infektionen der Katze ebenfalls Arthrosporen von M. canis zeigen, aber nie Makrokonidien (Moriello, 2020).
In der australischen Studie zeigten 5 der 7 Tiere mit negativer Wood-Lampe nur Hyphen, ohne Manschette aus Arthrosporen (Ludwig et al., 2024). In einer italienischen Serie war die direkte Untersuchung bei 53,2 % der M.-canis-positiven Kulturen positiv (Cafarchia et al., 2004). In einer Studie an 140 tierischen Proben war sie bei 85,7 % der nach Aufhellung mit Kalilauge untersuchten Proben positiv (Piri et al., 2018). In einer Schweizer Studie an 274 Tieren war die direkte Untersuchung, durchgeführt mit Fluoreszenzmikroskopie, bei 29,3 % der 140 Katzen und 7,1 % der 113 Hunde positiv. Nur 5 der 217 in der direkten Untersuchung negativen Proben ergaben schließlich eine positive Kultur (Drouot et al., 2009). Ludwig et al. (2024) erinnern daran, dass die Literatur dem Trichogramm eine Sensitivität von etwa 60 % zuschreibt, eine aus früheren Arbeiten übernommene und in ihrer Serie nicht gemessene Zahl; dort erreichte diese Sensitivität 90 %.
4.3 Lernen und Zuverlässigkeit der Beurteilung
Selbst ein erfahrener Kliniker kommt nicht immer zur Diagnose (Miller et al., 2013). Căpitan et al. (2018) legten Tierärzten 40 Haarpräparate von 10 mit M. canis infizierten und 10 gesunden Katzen vor. Die Teilnehmer ordneten im Durchschnitt 12,7 von 20 Präparaten ohne Farbstoff richtig ein und 13,6 mit Farbstoff. Nach Durchsicht eines bebilderten Leitfadens zu infizierten und gesunden Haaren ordneten sie 16,9 ohne Farbstoff und 15,8 mit Farbstoff richtig ein. Der Leitfaden erhöhte die Wahrscheinlichkeit einer richtigen Antwort deutlich, die Färbung dagegen nicht. Gegenüber der Kultur betrug die Sensitivität der direkten Untersuchung 70,5 % und ihre Spezifität 56 %.
Diese bescheidene Spezifität wurde gegenüber der Kultur berechnet, die selbst kein perfekter Referenzstandard ist (Moriello et al., 2017). Miller et al. (2013) raten, an fluoreszierenden Haaren einer stark infizierten Katze zu üben, die in einem locker verschlossenen Fläschchen aufbewahrt und dann mit gesunden Haaren gemischt werden. Moriello (2020) betont ebenso den Einsatz von Vergleichsbildern normaler und abnormer Haare.
5 Die Pilzkultur
5.1 Nährmedien: Sabouraud, DTM, RSM und Doppelplatten
Die Kultur bleibt die Untersuchung, mit der sich die Art bestimmen lässt (Miller et al., 2013). Traditionell werden zwei Nährmedien verwendet: Sabouraud-Dextrose-Agar und Dermatophyte Test Medium (DTM). Das DTM ist ein Sabouraud-Agar mit Zusatz von Cycloheximid, Gentamicin und Chlortetracyclin, die pilzliche und bakterielle Kontaminanten hemmen. Hinzu kommt Phenolrot als pH-Indikator (Miller et al., 2013).
Dermatophyten verbrauchen zuerst die Proteine des Mediums, deren alkalische Stoffwechselprodukte den Agar von Gelb nach Rot umschlagen lassen. Die meisten anderen Pilze verbrauchen zuerst die Kohlenhydrate und lassen das Medium erst nach längerer Bebrütung, nach 10 bis 14 Tagen oder mehr, rot umschlagen (Miller et al., 2013). Dieser Farbumschlag beweist für sich allein nichts. Blastomyces dermatitidis, Sporothrix schenckii, Histoplasma capsulatum, Coccidioides immitis, Pseudallescheria boydii und manche Aspergillus-Arten lassen das DTM ebenfalls rot umschlagen. Die mikroskopische Untersuchung der Kolonie ist daher unverzichtbar. Diese Kulturen werden unter einer Sicherheitswerkbank bearbeitet, da das Einatmen ihrer Sporen für den Menschen ein Risiko darstellt (Miller et al., 2013).
Cycloheximid verhindert die Isolierung empfindlicher Pilze wie Cryptococcus neoformans, zahlreicher Zygomyceten sowie mancher Candida- und Aspergillus-Arten. Das DTM kann auch die Konidienbildung hemmen und das Pigment der Kolonien verdecken (Miller et al., 2013). Manche Mykologen halten es für dem Sabouraud-Agar unterlegen. Manche Isolate von M. canis zeigen den anfänglichen Farbumschlag nicht (Miller et al., 2013). Für DeBoer (2015), der das DTM bevorzugt, verbrauchen einige Saprophyten wie Scopulariopsis zuerst die Proteine und lassen das Medium rot umschlagen, und seltene Dermatophyten lassen es nicht umschlagen. Jede verdächtige Kolonie wird daher mikroskopisch untersucht, auch ohne Farbumschlag.
Deshalb bevorzugen viele Dermatologen Platten mit zwei Kammern, eine mit DTM, die andere mit Sabouraud. Andere kombinieren das DTM mit einem Medium für schnelle Sporulation (RSM), das einen Bromthymolblau-Indikator enthält, der im alkalischen Milieu nach Blaugrün umschlägt (Miller et al., 2013). Mykologische Labore verwenden oft einen Agar ohne Farbindikator, da manche Zusätze des DTM das Wachstum von Erregern hemmen (Patel und Forsythe, 2008). Die sogenannten verbesserten kommerziellen DTM-Varianten haben nach DeBoer (2015) keinen Vorteil gezeigt, der auch vom Nutzen des RSM für M. canis nicht überzeugt ist. In einer vergleichenden Studie verhielten sich fünf der sechs getesteten kommerziellen Medien gleich, mit 100 % Wachstum bei 25 und 30 °C, ob mit Laborstämmen oder mit Haaren und Sporen natürlich infizierter Katzen beimpft. Das sechste, in einer selbstverschließenden Platte verpackt, ließ nur in 65,4 % der Fälle Wachstum zu und trocknete leicht aus (Moriello et al., 2010). Zur Selektivität des DTM verglich die bereits zitierte Studie von Mendes et al. (2024) an denselben 48 Katzenproben die Dermatoskopie, die direkte Haaruntersuchung, drei Nährmedien (Mycosel, Sabouraud und DTM) und die PCR. Das DTM zeigte dort die beste Selektivität der drei Medien. In der Praxis bevorzugt Moriello (2020) Platten mit großer Oberfläche, die sich leicht mit der Zahnbürste beimpfen und für das Mikroskop beproben lassen, gegenüber Glasröhrchen mit Schrägagar, die schwer zu beimpfen sind.
Foto 3: Beispiel eines Nährmediums für die Praxis
5.2 Probenentnahme und Beimpfung: Läsionen, Zahnbürste, Teppich, Krallen
Bei einem Tier mit Läsionen entnimmt man mit einer sterilen Pinzette Haare, Schuppen und Krusten am Rand einer frischen Läsion. Bei langhaarigen Rassen kann man die Haare kürzen, sodass nur 0,5 bis 1 cm übersteht (Miller et al., 2013). Die Probe wird vorsichtig auf die Oberfläche des Mediums gelegt, ohne sie einzudrücken. Wird das Medium vor der Beimpfung auf Raumtemperatur gebracht, beschleunigt das das Wachstum (Hnilica und Patterson, 2017). Bei einer einzelnen Läsion zupft man die Haare am Rand aus; bei einer generalisierten Form bevorzugt man die Zahnbürste (Kunder, 2022). Bei der Katze bevorzugt DeBoer (2015) die Zahnbürste in allen Fällen, da wahrscheinlich nicht alle Haare eines Läsionsbereichs infiziert sind und das Auszupfen die befallenen Haare verfehlen kann.
Die Zahnbürstenmethode nach MacKenzie besteht darin, das Fell mit einer sterilen Zahnbürste zu bürsten und diese dann auf das Medium zu drücken. Sie ist wertvoll, um asymptomatische Trägerkatzen aufzuspüren (Miller et al., 2013). Eine neue Zahnbürste in ihrer Verpackung ist mykologisch steril, ohne Autoklavieren, das sie verformen könnte. Man führt die Bürste über die Läsion selbst oder, bei Verdacht auf eine inapparente Infektion, 2 bis 3 Minuten lang über das ganze Fell (DeBoer, 2015). In einer Katzenzucht kann der Besitzer dies übernehmen, mit einer sauberen Zahnbürste pro Katze, die in einem beschrifteten Beutel aufbewahrt wird. So müssen nicht alle Katzen in die Praxis gebracht werden (DeBoer, 2015). Bei 26 Zuchtkatzen, von denen 21 positiv waren, ergab das Andrücken der Borsten auf den Agar 20 positive Platten von 21. Das zusätzliche Übertragen der in den Borsten gefangenen Haare und Schuppen ergab nur 7 auswertbare Platten von 21: Die übrigen waren von kontaminierenden Schimmelpilzen überwuchert und damit nicht auswertbar, nicht negativ (Di Mattia et al., 2019). Ebenso lassen zu viele Impfstellen einen Hyphenrasen wachsen, der nicht sporuliert. Moriello (2020) rät daher, sich auf 6 bis 8 Berührungen zu beschränken, die jeweils sichtbar bleiben. Bei der Teppichmethode wird ein sterilisiertes Teppichquadrat über den ganzen Körper geführt. Ihre Sensitivität ist ähnlich: In einer infizierten Katzenzucht erkannte der Teppich 20 der 23 infizierten Katzen, die Zahnbürste 21. Sie ist kostengünstiger und leichter zu versenden (Bourdeau et al., 2004).
Krallen und Ballen sind oft stark kontaminiert und tragen manchmal vorübergehend Dermatophyten. Man reinigt sie daher vor der Probenentnahme mit 70%igem Alkohol. Man entfernt den distalen Teil der Kralle und schabt dann die konkave Seite des verbleibenden Teils ab (Miller et al., 2013; Coyner, 2020). Eine andere Technik besteht darin, die betroffene Kralle abzuschneiden und dann ihre Oberfläche abzuraspeln, um feine Partikel auf das Medium zu bringen (Hnilica und Patterson, 2017). Eine Probe wird nicht in einem verschlossenen Röhrchen versandt. Die Feuchtigkeit bleibt darin, und kontaminierende Bakterien vermehren sich. Ein sauberer Umschlag oder ein locker verschlossenes Pillendöschen sind geeignet (Miller et al., 2013).
5.3 Bebrütung, Ablesung und Identifizierung
Die Wachstumsgeschwindigkeit hängt von der Temperatur und von der Menge der aufgebrachten Haare ab. Auf dem Medium RapidVet-D, beimpft mit Haaren experimentell infizierter Meerschweinchen, trat der Farbumschlag bei der optimalen Temperatur von 27 °C bei M. canis schon am dritten Tag auf, bei T. equinum am vierten und bei T. mentagrophytes am fünften (Guillot et al., 2001). DeBoer (2015) empfiehlt eine warme Raumtemperatur von etwa 28 °C und hält Dunkelheit für unnötig. Eine andere Quelle empfiehlt Dunkelheit, 30 °C und 30 % Luftfeuchtigkeit und führt falsch negative Ergebnisse auf unzureichende Bebrütungsbedingungen zurück (NAVDF, 2018). Mit M. canis beimpfte und unter vier Lichtregimen bebrütete Platten (Dauerlicht, Dauerdunkelheit, 12-Stunden-Wechsel, Raumbeleuchtung) zeigten keinen Unterschied in Wachstum oder Sporulation (Moriello et al., 2010).
Eine retrospektive Studie umfasste 13.772 Kulturen, davon 2.876 positiv für M. canis. Bei unbehandelten Katzen wurden 98,2 % der Isolate innerhalb von 14 Tagen gewonnen, bei Katzen unter Behandlung 96,8 % (Stuntebeck et al., 2018). Die seltenen Kulturen, die mehr als 14 Tage brauchten, zeigten eine grob abnorme Morphologie, eine Kontamination, die die Bestätigung verzögerte, oder nur eine bis zwei Kolonien. Eine Kultur kann daher nach 14 Tagen als negativ gewertet werden (Stuntebeck et al., 2018; Moriello, 2020). Diese Regel gilt für M. canis bei der Katze, die einzige untersuchte Situation. Platten ohne Wachstum werden 3 Wochen aufbewahrt, wenn ein Trichophyton möglich ist, da diese Gattung so lange brauchen kann (Moriello, 2014). Ältere Empfehlungen, die für alle Platten bis zu 4 Wochen reichten (DeBoer, 2015), sind dagegen überholt. Positive Kulturen zeigen sich in 9 bis 14 Tagen (Ludwig et al., 2024). Im spezialisierten Labor liegen die Ergebnisse sogar innerhalb weniger Tage vor, mit einer semiquantitativen Bewertung, und nicht erst nach Wochen, wie oft wiederholt wird (Bourdeau, 2023). Unter konstanten Bebrütungsbedingungen wuchsen die 202 diagnostischen Kulturen infizierter Tierheimkatzen im Übrigen innerhalb von 7 Tagen, mit einem Median von 4 Tagen (DeTar et al., 2019).
Die Platten werden täglich im Gegenlicht kontrolliert, ohne sie zu öffnen, solange das Wachstum nicht ausreicht. Die Kolonie ist oft mehrere Tage vor dem Farbumschlag sichtbar (Moriello, 2020). Dieser Umschlag ist nicht diagnostisch: Er dient nur dazu, die zu untersuchenden Kolonien zu markieren. Alle Pilze, auch Saprophyten, lassen das Medium nach einigen Tagen Wachstum schließlich umschlagen (Moriello, 2020; Peano, 2026). Dermatophytenkolonien sind blass oder beige, pulvrig bis wattig; sie sind nie grün, grau, braun oder schwarz (Moriello, 2020). Eine pigmentierte Kolonie ist ein Kontaminant, nie ein Dermatophyt. Ihr Farbumschlag tritt mehrere Tage nach der Kolonie auf (Hnilica und Patterson, 2017).
Zur Identifizierung der Kolonie nimmt man mit der Klebeseite eines durchsichtigen Klebestreifens ein Stück davon ab und bettet es in Lactophenol-Baumwollblau ein. Das ist die Fähnchentechnik nach Roth (Miller et al., 2013; Patel und Forsythe, 2008). Makrokonidien können erst eine Woche nach dem Wachstum der Kolonie erscheinen. Fehlen sie, wartet man daher besser einige Tage und entnimmt erneut, oder man impft auf Sabouraud-Agar über (Heinrich et al., 2019). M. canis bildet spindelförmige Makrokonidien mit dicker, stacheliger Wand aus sechs oder mehr Zellen, die in einer Verdickung enden; auf der Rückseite ist die Kolonie orangegelb. N. gypsea bildet eine flache, körnige, beige bis zimtfarbene Kolonie und zahlreiche dünnwandige, ellipsoide Makrokonidien ohne endständige Verdickung. T. mentagrophytes bildet eine flache, weiße bis cremefarbene, pulvrige Kolonie, runde Mikrokonidien einzeln oder in Trauben, manchmal Spiralhyphen und zigarrenförmige Makrokonidien (Miller et al., 2013). Stämme, die an Trichophyton denken lassen, gehören insbesondere in ein diagnostisches Labor (Miller et al., 2013).
5.4 Interpretation: positive oder negative Kultur, Kolonienzahl, Kontaminanten
Moriello (2014) schlägt vor, die Kolonien des Erregers pro Platte zu zählen und daraus einen Score abzuleiten: P1 für 1 bis 4 Kolonien, P2 für 5 bis 9, P3 für mehr als 10. Ein tatsächlich infiziertes Tier ergibt, abgesehen von Entnahmefehlern, zahlreiche Kolonien, und ihre Zahl sinkt, während die Infektion abheilt (Moriello, 2020). Der Score erlaubt auch, Tiere zu erkennen, die einer Umweltkontamination ausgesetzt sind und deren Kulturen zwischen negativ und P1 schwanken (Moriello, 2014). Bettenay (2018) behält den Score P1 einer einzigen Kolonie vor, die an ein vorübergehendes Trägertum denken lässt und eine Wiederholung der Kultur verlangt. Sie setzt P2 zwischen 1 und 4 Kolonien und P3 bei überwucherter Platte an. Die beiden ersten Schwellen überschneiden sich also in der Quelle selbst. Sie schlägt vor, eine positive PCR wie einen Score P1 zu werten.
Eine positive Kultur ist deshalb noch kein Beweis für eine Infektion. Eine positive Zahnbürstenkultur kann nur eine Kontamination des Fells widerspiegeln (Heinrich et al., 2019). Dermatophyten werden nämlich aus dem Fell gesunder Hunde und Katzen isoliert, die echte Träger sein oder kürzlich einer kontaminierten Umgebung ausgesetzt gewesen sein können. Jagdhunde, die N. gypsea tragen, sind ein Beispiel dafür (Miller et al., 2013). Eine negative Kultur schließt die Krankheit ihrerseits nicht aus: Sie kann negativ bleiben, während die direkte Untersuchung positiv ist (Miller et al., 2013). Bei Kerionen identifizierte sie den Erreger bei 6 von 23 Hunden einer Serie nicht (Cornegliani et al., 2009). Die Kultur eines in Thailand beschriebenen felinen Pseudomyzetoms blieb nach 14 Tagen negativ, während die Histologie Arthrokonidien zeigte (Kusolsongkhrokul et al., 2025). Schließlich stören Kontaminanten die Ablesung: In der großen portugiesischen Serie mussten 271 der 4.716 Proben aus diesem Grund verworfen werden (Lopes et al., 2024).
5.5 DTM in der Praxis oder Kultur im Labor
In einer verblindeten multizentrischen Studie an 47 Katzen und 54 Hunden wurde das DTM der Praxis mit der Kultur des mykologischen Labors verglichen. Wenn die Kliniker eines Überweisungszentrums die Kolonie makroskopisch und mikroskopisch beurteilten, lag die Übereinstimmung bei 97 %. Wenn Allgemeinpraktiker nur den Farbumschlag ablasen, sank sie auf 80,6 %, also ein Fehler in 19,4 % der Fälle (Kaufmann et al., 2016).
Die Kultur in der Praxis hat daher nur Wert, wenn die Kolonie mikroskopisch untersucht wird (Kaufmann et al., 2016). Fühlt sich das Team bei der Identifizierung der Kolonien nicht sicher, muss die Probe an ein Referenzlabor gehen (Kunder, 2022). Für Patel und Forsythe (2008) ist es selbst nach einem DTM in der Praxis besser, den Stamm an das Labor zu schicken. Seine Mitarbeiter haben mehr Erfahrung, und es kann die Kultur unter kontrollierten Bedingungen verlängern. Die Kosten beider Vorgehensweisen sind ähnlich. Der sofortige Versand kann Zeit sparen. Die Leitlinie der GEDAC (französischsprachige Studiengruppe für Veterinärdermatologie) empfiehlt ebenfalls die Kultur in einem mykologischen Labor (Bensignor, 2016). Moriello (2020) rät, die Platten in einzelnen Plastikbeuteln aufzubewahren, um Kreuzkontaminationen, Austrocknung und den Befall des Mediums durch Milben zu vermeiden. Sie empfiehlt außerdem, die Bebrütungstemperatur zu überwachen.
6 Molekulare Methoden
6.1 PCR, nested PCR und qPCR: Leistung
Die PCR weist Pilz-DNA direkt in den Haaren nach, ohne das Wachstum einer Kultur abzuwarten. Ihr Hauptvorteil ist die Schnelligkeit: 1 bis 3 Tage gegenüber mindestens 14 Tagen für eine Kultur (Jacobson et al., 2018a). Verschiedene Zielsequenzen werden verwendet, darunter das Chitinsynthase-1-Gen und die ITS-Regionen der ribosomalen DNA (Cafarchia et al., 2013; Jańczak et al., 2023).
Bei 132 Katzen, von denen 28 eine für M. canis positive Kultur hatten, erkannte eine kommerzielle Echtzeit-PCR (qPCR) alle kulturpositiven Katzen. Ihre Sensitivität betrug 100 % und ihre Spezifität 88,5 %, mit 12 falsch positiven Ergebnissen (Jacobson et al., 2018a). Eine negative PCR war daher ein verlässliches Ergebnis. Bei 52 Tierheimkatzen mit Läsionen stimmten eine kommerzielle qPCR und die Kultur bei 49 Katzen überein. Die qPCR erkannte 45 der 46 Infektionen mit M. canis, aber nur 2 der 4 Infektionen mit Trichophyton spp. (Moriello et al., 2018).
Der Konsens berichtet seinerseits über eine PCR, die die Infektion mit T. mentagrophytes bei allen 7 getesteten Hunden und die Infektion mit M. canis bei allen 8 getesteten Katzen richtig erkannte (Moriello et al., 2017). Außerhalb von Tierheimen ist die Leistung geringer. Eine retrospektive Studie umfasste 615 Hunde und Katzen aus 16 dermatologischen Überweisungspraxen in den Vereinigten Staaten, die 667 Probenpaare lieferten. Gegenüber der in der Praxis angelegten Kultur hatte die qPCR eine Sensitivität von 74,1 % und eine Spezifität von 98,1 %. Die Diagnose muss sich daher weiterhin auf mehrere sich ergänzende Tests stützen (Frost et al., 2022). Kunder (2022) berichtet ebenso über falsch negative Ergebnisse in der Erfahrung des Herausgebers des Buches und rät, die PCR mit einer Kultur zu kombinieren. Für Bourdeau (2023) hängt die tatsächliche Sensitivität der PCR zunächst von der Qualität der Probe ab. Ihre tatsächliche Spezifität hängt von der Verwendung von Primern ab, die für jeden Dermatophyten spezifisch sind, also für mindestens vier wichtige und vier weniger wichtige Arten, und nicht nur für eine oder zwei.
An 183 Haarproben erreichte eine nested PCR beim Hund eine Spezifität von 94,1 % und eine Sensitivität von 100 %. Bei der Katze betrug die Spezifität 94,4 % und die Sensitivität 94,9 %. Sie unterschied außerdem M. canis, T. interdigitale und die geophilen Arten (Cafarchia et al., 2013). Eine nested PCR mit einem anderen Zielgen war bei 90 % von 140 tierischen Proben positiv, gegenüber 85,7 % für die Mikroskopie nach Kalilauge und 75 % für die Kultur (Piri et al., 2018). In der bereits zitierten Studie von Mendes et al. (2024) erzielte die PCR die beste Sensitivität, Spezifität und Genauigkeit aller verglichenen Methoden.
Die PCR dient auch der Artbestimmung durch Sequenzierung. So ermöglichte sie zum Beispiel, Trichophyton indotineae erstmals in Afrika bei einem Hund nachzuweisen (Zineldar et al., 2025). Für Peano (2026) genügen Morphologie, Wirtsart und Kontext meist, um den Pilz zu benennen. Muss man bis zur Art gehen, greift man zu den molekularen Methoden.
6.2 Falsch positive Ergebnisse und nicht lebensfähige DNA
Die PCR weist die DNA lebensfähiger wie abgestorbener Sporen nach. Sie unterscheidet daher nicht zwischen mechanischem Trägertum und Krankheit (Moriello, 2020; Peano, 2026).
Der quantitative Wert der qPCR hebt diese Unklarheit nicht auf. Vor der Behandlung trennte ein Zyklusschwellenwert unter 35,7, also etwa 300 DNA-Kopien, kulturpositive von kulturnegativen Katzen. Dieser Schwellenwert hatte eine Sensitivität von 92,3 % und eine Spezifität von 95,2 %. Während der Behandlung ergab sich dagegen kein verlässlicher Schwellenwert, und die Werte überschnitten sich stark (Jacobson et al., 2018b).
Manche Tests zielen außerdem auf weit gefasste Gruppen wie Microsporum spp. oder Trichophyton spp., deren Ergebnis weniger aussagekräftig ist und angesichts der aktuellen Taxonomie Vorsicht verlangt (Peano, 2026). Schließlich bestimmt die Probe das Ergebnis: Man muss die Zielläsion beproben und genügend Haare mit ihrem follikulären Anteil gewinnen oder Krusten samt Schäften und Bulbi abnehmen (Moriello, 2020).
6.3 LAMP, RPA-Cas12a und MALDI-TOF
Eine isotherme Amplifikationsmethode (LAMP) und eine Multiplex-qPCR wurden an 250 klinischen Haarproben validiert. Ihre Spezifität betrug 100 %. Für M. canis lag die Sensitivität bei 96,9 % für die LAMP und bei 98,4 % für die qPCR; für T. mentagrophytes bei 93,2 % für die LAMP und bei 97,7 % für die qPCR. Die LAMP lieferte ihr Ergebnis in 30 Minuten, die qPCR in 45 (Müş Tak et al., 2022). Ein Test, der Rekombinase-Amplifikation und Cas12a-System verbindet, lieferte in etwa dreißig Minuten mit bloßem Auge unter Blaulicht ablesbare Ergebnisse, die mit Kultur und Sequenzierung übereinstimmten (Wang et al., 2022). Eine auf Resonanzenergietransfer beruhende qPCR unterscheidet M. canis, N. gypsea und T. mentagrophytes anhand ihres Schmelzprofils, allerdings nur an drei Referenzstämmen und zehn klinischen Isolaten (Iduu et al., 2025).
Die MALDI-TOF-Massenspektrometrie identifiziert den Pilz nicht im Haar, sondern an einer bereits kultivierten Kolonie. Bei 99 streunenden Hunden und Katzen aus Puerto Rico, von denen 19 einen Dermatophyten trugen, bestätigte sie die 19 mikroskopisch identifizierten Isolate (Hernandez-Bures et al., 2021). An veterinärmedizinischen Isolaten identifiziert sie M. canis gut, während Trichophyton spp. mangels ausreichender Referenzspektren kaum die Schwelle einer sicheren Identifizierung erreichen (Baumbach et al., 2021). Eine Übersicht über zehn zwischen 2008 und 2015 veröffentlichte Studien berichtet für Dermatophyten eine Genauigkeit von 13,5 bis 100 %. Eine vorherige Proteinextraktion und eine vom Labor erweiterte Spektrendatenbank erscheinen dabei unverzichtbar (L’Ollivier et al., 2017).
7 Histopathologie und weitere Untersuchungen
7.1 Indikationen und Probenentnahme: Kerion, Pseudomyzetom, akantholytische Form
Die Biopsie ist weniger sensitiv als die Kultur, und ihre Bilder sind ebenso variabel wie die klinischen Läsionen (Miller et al., 2013). Nach dem Konsens rechtfertigen drei Situationen die Histologie: die nicht heilende Wunde oder der nicht heilende Knoten, der Hund mit chronischen Gesichtsläsionen oder Verdacht auf Pemphigus und das Tier mit ungewöhnlichen, ungeklärten Läsionen (Moriello et al., 2017). Erstens beweist der Nachweis des Pilzes im Follikel, dass das Tier infiziert und nicht nur Träger ist. Das zählt, wenn eine positive Kultur schwer zu deuten ist (Miller et al., 2013; Moriello, 2019). Zweitens ist die Biopsie bei den knotigen Formen, Kerion und Pseudomyzetom, oft das einzige diagnostische Mittel, da Haare und Schuppen nicht immer die Kultur des Erregers erlauben (Miller et al., 2013). Beim Kerion des Hundes sitzt die Infektion in der Dermis. Wood-Lampe, Haaruntersuchung und Kultur können daher negativ bleiben (Cornegliani et al., 2009).
Das Pseudomyzetom gehört zur heterogenen Gruppe der subkutan lokalisierten Pilzinfektionen, zusammen mit den Implantationsmykosen und den kutanen Manifestationen systemischer Infektionen wie der Kryptokokkose oder der Histoplasmose. Bei diesen tiefen Formen genügt die Isolierung eines Pilzes nicht, um seine Rolle zu belegen, denn viele sind Saprophyten der Umwelt. Zytologie und Histopathologie stehen dann im Zentrum der Diagnose, da sie die Pilzelemente in der Läsion zeigen (Peano, 2026). Bei diesen tiefen Läsionen kann die Kultur an einem zerkleinerten Gewebestück angelegt werden. Das Labor muss dann die in Betracht gezogenen Diagnosen kennen, denn dimorphe Pilze wie Blastomyces, Histoplasma, Sporothrix oder Coccidioides stellen ein Risiko für sein Personal dar (NAVDF, 2018).
Die Biopsie ist auch notwendig, wenn das klinische Bild an einen Pemphigus denken lässt. Beim Hund kann die Infektion mit Trichophyton spp. eine ausgeprägte epidermale oder follikuläre Akantholyse hervorrufen, also einen Verlust des Zusammenhalts zwischen den Keratinozyten, manchmal begleitet von einer lichenoiden Interface-Dermatitis. Diese Infektion kann daher mit einem Pemphigus erythematosus oder foliaceus verwechselt werden (Miller et al., 2013).
7.2 Läsionen, Färbungen und PCR am Gewebe
Drei große histologische Bilder kommen vor: eine Perifollikulitis, Follikulitis und Furunkulose; eine oberflächliche perivaskuläre oder interstitielle, hyperplastische oder spongiotische Dermatitis mit ausgeprägter parakeratotischer oder orthokeratotischer Hyperkeratose; eine intraepidermale pustulöse Dermatitis (Miller et al., 2013). Die Dermatophytose wird zur wahrscheinlichsten Diagnose, wenn die Follikel nacheinander durch eine nekrotisierende und pyogranulomatöse Entzündung zerstört werden, den sogenannten „Dominoeffekt“. Dann muss jeder Haarschaft untersucht werden, denn die Pilzelemente sind dort oft spärlich (Miller et al., 2013).
Die Zahl der Pilzelemente verhält sich oft umgekehrt proportional zur Stärke der Entzündung. Bei der Katze mit wenig entzündlicher Alopezie zeigt die Biopsie gewaltige Mengen an Arthrosporen und Hyphen um die Haare, bei minimaler Entzündung. Bei den M.-canis-Infektionen mit Follikulitis oder hydropischer Interface-Dermatitis sind die Elemente dagegen selten. Bei Infektionen mit N. persicolor finden sich die Hyphen nur im oberflächlichen Keratin (Miller et al., 2013). Das Pseudomyzetom ist durch eine granulomatöse bis pyogranulomatöse Pannikulitis und Dermatitis gekennzeichnet, in der der Pilz 2,5 bis 4,5 µm breite Hyphen, Ketten von Pseudohyphen und große Zellen von etwa 12 µm bildet, die zu Pseudogranula gruppiert sind (Miller et al., 2013).
Die oft schwierige Auswertung der Biopsie erfordert einen in Dermatologie erfahrenen veterinärmedizinischen Histopathologen (Guaguère und Muller, 2016). In einer retrospektiven Studie an 190 Biopsien von Hunden, 95 mit Dermatophytose und 95 mit oberflächlichem Pemphigus, waren alle Dermatophytosefälle sowohl in der PAS- als auch in der Grocott-Färbung positiv, ohne sichtbare Überlegenheit der einen oder anderen Färbung (Peters et al., 2007). Akantholytische Keratinozyten fanden sich bei 14 % der Dermatophytosen, jedoch in signifikant geringerer Zahl als beim Pemphigus. Beim Pemphigus wurde kein Dermatophyt gesehen.
Die Histologie liefert nicht die Art (Moriello et al., 2017; Patel und Forsythe, 2008). Ideal ist es dann, das Gewebestück in etwas steriler physiologischer Kochsalzlösung für eine Kultur aus zerkleinertem Gewebe an das Labor zu schicken, wobei falsch negative Ergebnisse möglich bleiben (Moriello et al., 2017). Ist keine Kultur möglich, kann die PCR den Erreger am in Paraffin eingebetteten Gewebe identifizieren. Eine auf die ribosomale 18S-DNA gerichtete PCR wurde an veterinärmedizinischen Proben von Pseudomyzetomen von Katzen und Equiden getestet, die durch Histologie und Kultur diagnostiziert worden waren. Sie identifizierte M. canis in allen Fällen, in vollständiger Übereinstimmung mit der klassischen Identifizierung (Nardoni et al., 2007).
7.3 Serologie und Intradermaltest
Beim Hund hatte ein ELISA auf der Grundlage eines Gesamtextrakts von M. canis eine Sensitivität von 83,3 % und eine Spezifität von 95,2 % für die Erkennung infizierter Hunde (Miller et al., 2013). Bei 70 Katzen, verteilt auf symptomatische, asymptomatische und kulturnegative Tiere, erreichte ein IgG-ELISA eine Sensitivität von 94 % und eine Spezifität von 75 %, ohne Unterschied zwischen symptomatischen und asymptomatischen Katzen (Santana et al., 2018). Dieser ELISA erkennt Katzen, die M. canis ausgesetzt waren, was keine laufende Infektion beweist.
Der Intradermaltest mit einem M.-canis-Extrakt liefert schwer verwertbare Ergebnisse. Eine Sofortreaktion trat bei 5 % der geheilten kulturnegativen Tiere, 16 % der geheilten kulturpositiven Tiere und 17 % der aktiv infizierten Tiere auf. Eine Spätreaktion trat bei 87 % der geheilten kulturnegativen Tiere, 74 % der geheilten kulturpositiven Tiere und 50 % der aktiv infizierten Tiere auf (Miller et al., 2013). Keine spätere Studie hat diese Werte aktualisiert.
8 Diagnostische Strategien
8.1 Das Tier mit Läsionen in der Praxis
Da keine Untersuchung ein Referenzstandard ist, beruht die Diagnose auf der Kombination sich ergänzender Methoden, die nach Art der Läsion und nach der gestellten Frage gewählt werden (Moriello et al., 2017; Peano, 2026). Zunächst dienen Wood-Lampe und Dermatoskop dazu, verdächtige Haare zu finden, ohne die Diagnose zu stellen (Moriello, 2019). Dann kann die direkte Untersuchung dieser Haare, kombiniert mit dem Abschaben der Läsionsränder, die Infektion schon in der Konsultation bestätigen (Moriello, 2020). Anschließend bestätigt die Kultur die Diagnose, wenn die Untersuchungen am Patienten negativ sind, und bestimmt die Art, wenn sie positiv sind (Moriello, 2020). Schließlich bleibt die Biopsie den knotigen oder atypischen Formen und den an einen Pemphigus erinnernden Bildern vorbehalten (Miller et al., 2013; NAVDF, 2025). Die Leitlinie der GEDAC fügt hinzu, dass vor Beginn der Behandlung eine gesicherte Diagnose stehen soll (Bensignor, 2016). Tabelle 1 fasst Nutzen und Grenzen jeder Untersuchung zusammen.
Keine Studie hat diagnostische Strategien unter Kostendruck verglichen. Was folgt, ist daher eine Überlegung und keine veröffentlichte Angabe. Erlauben die Mittel des Besitzers nur eine einzige Untersuchung, ist die mykologische Kultur die beste Wahl, weil sie als einzige die Art bestimmt, was auf die Ansteckungsquelle hinweist, und als einzige später als Heilungskriterium dient (Miller et al., 2013; Moriello et al., 2017). Die Untersuchungen am Patienten behalten ihren Wert, wenn das Ergebnis sofort vorliegen muss, und die PCR, wenn die Dauer der Kultur nicht hinnehmbar ist.
Tabelle 1: Nutzen und Grenzen der Zusatzuntersuchungen bei der Diagnose der Dermatophytose von Hund und Katze
|
Untersuchung |
Was sie liefert |
Wichtigste Grenzen |
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Wood-Lampe |
Findet mit M. canis infizierte Haare, lenkt Probenentnahme und Verlaufskontrolle (Miller et al., 2013; Moriello, 2020) |
Betrifft nur M. canis; Sensitivität von 39,1 % beim Hund und 73,8 % bei der Katze in einer Studie (Dubugras et al., 1992), von 45,5 bis 71 % in anderen Serien (Cafarchia et al., 2004; Mrazkova et al., 2023); falsch positive Ergebnisse (Keratin, topische Mittel, Fasern) |
|
Dermatoskopie |
Findet die zu entnehmenden „Kommahaare“ (Scarampella et al., 2015) |
Positiv bei 21 der 36 kulturpositiven Katzen (Dong et al., 2016); wenige Daten |
|
Direkte Untersuchung ausgezupfter Haare |
Beweis einer echten Infektion, sofortiges Ergebnis (Miller et al., 2013; Moriello, 2019) |
Positiv in 40 bis 70 % der Fälle nach Miller et al. (2013); Beurteilung muss erlernt werden (Căpitan et al., 2018) |
|
Direkte Untersuchung mit Klebestreifen |
Hohe Ausbeute, auch beim Kerion (Bouza-Rapti et al., 2023; Ludwig et al., 2024) |
Kleine Fallzahlen (20 und 45 Tiere) |
|
Kultur |
Artbestimmung, Kolonienzahl nützlich für die Verlaufskontrolle, bevorzugte Untersuchung, wenn nur eine möglich ist (Miller et al., 2013; Moriello, 2014) |
Ergebnis in 14 Tagen (Stuntebeck et al., 2018); unterscheidet nicht zwischen Trägertum und Infektion; Farbumschlag des DTM nicht diagnostisch (Peano, 2026) |
|
PCR, qPCR |
Ergebnis in 1 bis 3 Tagen; negative PCR im Tierheim verlässlich (Jacobson et al., 2018a) |
Weist nicht lebensfähige DNA nach; Sensitivität von 74,1 % in der Überweisungspraxis (Frost et al., 2022) |
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Histopathologie |
Beweis einer echten Infektion; oft einziges Mittel bei Kerion und Pseudomyzetom (Miller et al., 2013) |
Weniger sensitiv als die Kultur |
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Serologie |
Erkennt die Exposition gegenüber M. canis (Santana et al., 2018) |
Unterscheidet nicht zwischen Exposition und Infektion |
Keine veterinärmedizinische Studie hat die Leistung der Untersuchungen an den Krallen gemessen, und die Daten aus der Humanmedizin lassen sich nicht übertragen.
Eine negative Untersuchung schließt die Krankheit nicht aus. Erst die Kombination übereinstimmender Ergebnisse sichert die Diagnose (Moriello, 2019). In einer griechischen Serie von 76 erkrankten Tieren waren mindestens zwei Tests unter Trichogramm, Klebestreifen und DTM-Kultur bei 28 der 40 Hunde und 23 der 36 Katzen positiv (Bouza-Rapti et al., 2025).
8.2 Besonderheiten beim Hund
Beim Hund ist die Staphylokokken-Follikulitis weit häufiger, sodass Miller et al. (2013) an die Faustregel erinnern: Was beim Hund wie eine Dermatophytose aussieht, ist wahrscheinlich keine. Die Wood-Lampe ist dort auch weniger nützlich: Ihre Sensitivität lag in der Studie von Dubugras et al. (1992) beim Hund nur bei 39,1 %.
Die beteiligten Arten unterscheiden sich je nach Region und Lebensweise. Für Bourdeau (2023) hat M. canis bei der Katze nicht mehr das Beinahe-Monopol, und beim Hund noch weniger, während eine griechische Serie ihn bei 96,2 % der Hunde isolierte (Bouza-Rapti et al., 2025). Diese beiden Befunde beschreiben unterschiedliche Populationen. In der bereits zitierten Schweizer Studie waren 93 % der Katzen, die Arthroderma vanbreuseghemii trugen, das Teleomorph des T.-mentagrophytes-Komplexes, Jäger, und alle hatten Läsionen. Reine Wohnungskatzen waren dagegen fast ausschließlich mit M. canis infiziert. Diese Art wurde auch beim Hund isoliert (Drouot et al., 2009). Die Lebensweise lenkt die Hypothese daher ebenso sehr wie die Geografie.
Drei klinische Situationen verlangen anschließend eine Anpassung des Vorgehens.
Die erste ist die Infektion mit Trichophyton spp., die oft das Gesicht betrifft: In einer Serie von 64 mit dem T.-mentagrophytes-Komplex infizierten Hunden saßen die Läsionen zunächst am Nasenrücken (48 %), dann am übrigen Kopf ohne Ohrmuscheln (21 %). Der Beginn der Symptome gipfelte im Oktober, und Jagdhunde wie Terrier waren überrepräsentiert (Pieper et al., 2023). Ein Jagdhund oder Terrier mit krustösen und pustulösen Läsionen im Gesicht oder generalisierten Läsionen muss an N. gypsea, N. persicolor oder T. mentagrophytes denken lassen. Die Wood-Lampe ist dort im Allgemeinen negativ, und die direkte Untersuchung ist oft schwer zu deuten (Guaguère und Muller, 2016). Bei diesen Hunden kann die Histologie einen Pemphigus vortäuschen (Miller et al., 2013).
Die zweite ist die Infektion mit N. persicolor, die die Haare nicht befällt: Sie verlangt die Entnahme von Schuppen und oberflächlichem Keratin (Miller et al., 2013).
Die dritte ist die knotige Form. Das Kerion verlangt einen Abklatsch des Exsudats, der ergiebiger ist als die Haaruntersuchung, und manchmal eine Biopsie (Cornegliani et al., 2009). Bei erosiven und ulzerierten Formen, Kerion und Pseudomyzetom eingeschlossen, fehlt die Fluoreszenz, und das Trichogramm hilft wenig. Die Kultur, ja mehrere Biopsien werden daher notwendig (Verde, 2018). Granulome beschränken sich im Übrigen nicht auf das Kerion: Dermale und subkutane Granulome durch T. mentagrophytes wurden bei einem Hund mit chronischer oberflächlicher Dermatophytose beschrieben und durch Biopsie und Kultur der Knoten diagnostiziert (Bergman et al., 2002).
8.3 Tierheime, Katzenzuchten und Screening
In Tiergruppen geht es nicht mehr nur darum, eine Infektion zu bestätigen, sondern darum, die infizierten Tiere unter zahlreichen Trägern rasch zu erkennen. Das Vorhandensein von Läsionen ist dafür ein schlechtes Kriterium. In einem Tierheim wurden zwischen 2003 und 2005 insgesamt 5.644 Katzen untersucht und mit der Zahnbürste kultiviert. Dermatophyten wurden bei 584 Katzen isoliert, von denen nur 94 Läsionen hatten. Umgekehrt waren 287 der 381 Katzen mit Läsionen kulturnegativ (Verbrugge et al., 2006). Eine Auswahl nur nach Läsionen hätte 83,9 % der positiven Katzen übersehen. In einem anderen Tierheim hatten 273 Katzen eine positive Kultur, aber nur 60 von ihnen hatten Läsionen und waren unter der Wood-Lampe und in der direkten Untersuchung positiv. Die 213 übrigen, ohne Läsionen und unter der Wood-Lampe negativ, wurden als Träger eingestuft (Moriello, 2020). In der bereits zitierten Serie aus Puerto Rico war der Anteil positiver Tiere bei den Tieren ohne Läsionen (36 %) höher als bei den Tieren mit Läsionen (13,5 %), wobei die Quelle die Größe dieser beiden Gruppen nicht angibt (Hernandez-Bures et al., 2021).
Eine sorgfältige Untersuchung mit der Wood-Lampe schon bei der Aufnahme dient dann dazu, Katzen mit hohem Risiko zu erkennen. In einem Tierheim mit mehr als 1.200 aufgenommenen Katzen pro Jahr erlaubte sie, Aufnahmen und Vermittlungen während der Tilgung einer endemischen Dermatophytose fortzusetzen (Newbury et al., 2015). Anderswo waren bei widersprüchlichen Ergebnissen der Wood-Lampe innerhalb eines Wurfs oder Haushalts in 78,8 % der Gruppen alle Katzen kulturpositiv (DeTar et al., 2019). Die Zahnbürsten- oder Teppichkultur bleibt die Screening-Untersuchung für Träger, mit einer Sensitivität von etwa 90 % für beide Techniken (Bourdeau et al., 2004). Die Kolonienzahl hilft dann, mechanische Träger von Katzen mit beginnenden Läsionen zu unterscheiden: Moriello (2014) empfiehlt dazu, die Kolonienzählung mit einer erneuten Untersuchung unter Weißlicht und unter der Wood-Lampe zu verbinden. Die PCR kann die Entlassung nicht infizierter Tiere beschleunigen, dank ihrer Schnelligkeit und der Verlässlichkeit ihres negativen Ergebnisses (Jacobson et al., 2018a).
8.4 Therapiekontrolle und mykologische Heilung
Die klinische Heilung genügt nicht: Die Behandlung wird bis zur mykologischen Heilung fortgesetzt (Moriello, 2020).
Die Wood-Lampe dient auch der Verlaufskontrolle bei Katzen, deren Infektion fluoresziert. Zu Beginn der Infektion betrifft die Fluoreszenz nur die Haarbasis. Ist die Infektion etabliert, erfasst sie den ganzen Schaft. Unter wirksamer Behandlung erlischt die Haarbasis zuerst, die Fluoreszenz beschränkt sich auf die Spitzen und verschwindet dann (Miller et al., 2013). In einer placebokontrollierten Studie an Katzen, die ohne topische Behandlung mit Itraconazol behandelt wurden, waren 39 von 40 Katzen in der neunten Woche unter der Wood-Lampe negativ. Zum selben Zeitpunkt hatten 36 mindestens eine negative Kultur und 24 zwei (Moriello, 2020). In dieser Studie war die Fluoreszenz daher vor dem Negativwerden der Kulturen verschwunden.
Klassisch empfahl man zwei oder sogar drei aufeinanderfolgende negative Kulturen (Miller et al., 2013) im Abstand von zwei Wochen (Kunder, 2022). In Katzenzuchten wurden alle Katzen alle 2 bis 4 Wochen kultiviert, denn Katzen, die positiv blieben, während die anderen heilten, waren echte Reservoire (DeBoer, 2006). In einer retrospektiven Studie an 371 behandelten Tierheimkatzen kündigte die erste negative Kultur bei 90,3 % von ihnen die Heilung an (Stuntebeck et al., 2020). Bei ansonsten gesunden Katzen war die Übereinstimmung zwischen einer und zwei negativen Kulturen sehr gut. Die Ausnahmen betrafen zwei Situationen: einen Entnahmefehler in den ersten drei Behandlungswochen oder eine Begleiterkrankung. Die 17 Katzen dieser zweiten Gruppe heilten im Mittel in 11 Wochen. Bei einem gesunden, richtig behandelten Tier in einer gereinigten Umgebung kann daher eine einzige negative Kultur genügen (Stuntebeck et al., 2020). Der Kolonien-Score hilft auch, den Verlauf zu deuten: Ein hoch bleibender Score zeigt ein Versagen an, ein plötzlicher Anstieg einen Rückfall und Schwankungen zwischen negativ und P1 eine Rekontamination aus der Umgebung (Moriello, 2014).
Die PCR eignet sich dagegen schlecht für diese Kontrolle. Bei der ersten negativen Kultur war die PCR bei 14 der 17 verfolgten Katzen noch positiv. Bei der zweiten war sie bei 11 von ihnen noch positiv (Jacobson et al., 2018a). Mit einer kommerziellen qPCR erkannte der M.-canis-spezifische Test die Heilung bei 39 von 46 Katzen richtig, der Microsporum-spp.-Test bei 30 (Moriello et al., 2018). In der Überweisungspraxis betrug die Sensitivität der qPCR während der Verlaufskontrolle 77,8 % und ihre Spezifität 92 % (Frost et al., 2022). Waschen und Trocknen des Fells vor einer Kontrollprobe entfernt die abgestorbenen Sporen, die an den Haaren verblieben sind. Sonst macht ihre DNA die PCR fälschlich positiv (Moriello, 2020). Eine negative PCR bei einer behandelten Katze bleibt mit der Heilung vereinbar, ebenso eine negative Kultur bei einer Katze ohne Läsionen, die unter der Wood-Lampe negativ ist, abgesehen von einigen noch fluoreszierenden Haarspitzen (NAVDF, 2025).
Fazit
Eine Untersuchung, die den Pilz im Haar oder im Gewebe zeigt, genügt für die Diagnose, während keine negative Untersuchung erlaubt, die Krankheit auszuschließen. Wood-Lampe und Dermatoskop lenken die Probenentnahme. Die direkte Untersuchung, an ausgezupften Haaren wie am Klebestreifen, bestätigt die Infektion direkt am Tier. Die Kultur ist die einzige Untersuchung, die die Art liefert. Dazu muss die Kolonie allerdings mikroskopisch betrachtet werden, denn ein Medium, das rot umschlägt, beweist nichts: Schimmelpilze tun das auch. Die Zahl der Kolonien wiederum sinkt, während das Tier heilt. Sie ist daher ein guter Anhaltspunkt für die Verlaufskontrolle. Die PCR verkürzt die Zeit bis zur Diagnose, weist aber auch die DNA abgestorbener Sporen nach und eignet sich schlecht für die Verlaufskontrolle. Die Biopsie behält ihren Platz bei den knotigen Formen und bei Bildern, die an einen Pemphigus denken lassen. Beim Hund muss das Vorgehen noch sorgfältiger sein, denn die Dermatophytose ist dort seltener als die bakterielle Follikulitis und nicht fluoreszierende Arten sind häufiger.
Häufige Fragen
Schließt eine negative Wood-Lampe eine Dermatophytose aus?
Nein. Die Wood-Lampe erkennt nur M. canis, und Infektionen mit Trichophyton oder N. gypsea fluoreszieren nicht oder nur sehr schwach. Bei einem geübten Anwender findet sich die Fluoreszenz bei der großen Mehrheit der unbehandelten M.-canis-Infektionen (Moriello, 2019; Long und Gow, 2026), doch die im Feld gemessenen Sensitivitäten sind niedriger, von 39,1 % beim Hund bis 73,8 % bei der Katze in ein und derselben Studie (Dubugras et al., 1992).
Genügt eine grüne Fluoreszenz für die Diagnose?
Nein. Zahlreiche Substanzen fluoreszieren, und eine Fluoreszenz kann nach der Heilung fortbestehen. Die fluoreszierenden Haare müssen mikroskopisch untersucht oder kultiviert werden (Miller et al., 2013; Marsella, 2021).
Wie lange muss eine Kultur aufbewahrt werden, bevor sie als negativ gilt?
Vierzehn Tage genügen in der großen Mehrheit der Fälle. Bei 13.772 Kulturen wurden 98,2 % der Isolate unbehandelter Katzen und 96,8 % der Isolate behandelter Katzen innerhalb dieser Frist gewonnen (Stuntebeck et al., 2018).
Bestätigt der Farbumschlag eines DTM nach Rot eine Dermatophytose?
Nein. Der Umschlag markiert nur eine zu untersuchende Kolonie. Alle Pilze lassen das Medium schließlich umschlagen. Nur das Mikroskop sagt anhand der Form der Konidien, welcher Pilz gewachsen ist (Moriello, 2020; Peano, 2026).
Bedeutet eine positive PCR, dass das Tier infiziert ist?
Nicht unbedingt. Die PCR weist die DNA lebender wie abgestorbener Sporen nach und unterscheidet nicht zwischen Trägertum und Infektion (Moriello, 2020). Eine negative PCR hat sich dagegen bei Tierheimkatzen als verlässlich erwiesen (Jacobson et al., 2018a).
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