La dermatofitosi è un’infezione dei tessuti cheratinizzati, cioè peli, strato corneo e unghie, da parte di funghi capaci di digerire la cheratina. Nel cane e nel gatto è dovuta soprattutto a Microsporum canis, a Nannizzia gypsea e al complesso Trichophyton mentagrophytes. È contagiosa e trasmissibile all’uomo. La diagnosi deve quindi essere il più rapida possibile.
Eppure l’aspetto clinico della dermatofitosi è così variabile che rientra nella diagnosi differenziale di quasi tutte le alopecie. Nessun esame risolve da solo tutte le situazioni: ciascuno risponde a una domanda precisa, con i propri punti di forza e i propri limiti. Passiamo quindi in rassegna tutti gli esami micologici a nostra disposizione.
1 Che cosa deve stabilire la diagnosi
1.1 Specie coinvolte e nomenclatura attuale
La classificazione dei dermatofiti è stata rivista dalle analisi genetiche. Oggi si distinguono sei generi patogeni: Microsporum, Trichophyton, Epidermophyton, Nannizzia, Lophophyton e Arthroderma (Begum et al., 2020). Microsporum gypseum è così diventato Nannizzia gypsea (Lopes et al., 2024). Allo stesso modo, le pubblicazioni recenti parlano di Nannizzia persicolor dove i trattati più vecchi descrivevano Microsporum persicolor (Miller et al., 2013).
Microsporum canis domina largamente. In una serie portoghese di 4.716 campioni raccolti tra il 2012 e il 2023, rappresentava il 63,9% delle colture positive, davanti a Trichophyton spp. (20,3%) e Nannizzia gypsea (8,1%). La frequenza delle colture positive era più alta nel gatto (17,4%) che nel cane (9,1%) (Lopes et al., 2024). Nel gatto visitato in centro di referenza, M. canis è spesso l’unico agente isolato: su 1.457 gatti di una serie italiana, le 54 dermatofitosi erano tutte dovute a M. canis (Colombo et al., 2026). In uno studio brasiliano, Nannizzia rappresentava il 24,4% dei dermatofiti isolati nel cane, contro il 7,1% nel gatto (Bescrovaine et al., 2023).
La specie orienta verso la fonte del contagio: un gatto, il suolo, un roditore o un riccio. Condiziona anche l’utilità di alcuni esami, poiché solo M. canis dà la fluorescenza osservata con la lampada di Wood (Miller et al., 2013).
1.2 Infezione, portatore meccanico e contaminazione
Un dermatofita isolato dal mantello non significa necessariamente infezione, perché lo spazzolino raccoglie anche le spore di passaggio (Miller et al., 2013). Si distinguono tre situazioni: l’infezione in un animale altrimenti sano, l’infezione asintomatica e la coltura positiva senza lesioni, che riflette un semplice trasporto meccanico di spore (Moriello, 2019). Su 467 gatti sani appartenenti a studenti di veterinaria, il 2,1% era portatore di M. canis; questa proporzione raggiungeva il 15,7% in 134 gatti di un rifugio che vivevano insieme (Mignon e Losson, 1997). Su 181 gatti sani visitati in ambulatorio, M. canis è stato isolato in quattro gatti, tutti provenienti da nuclei con più di due gatti (Sparkes et al., 1994).
Il gatto realmente infetto mantiene la moltiplicazione del fungo e disperde grandi quantità di spore. Il portatore meccanico, invece, trasporta soltanto ciò che ha raccolto. Una volta rimossa la fonte attiva, la disseminazione quindi si arresta (Mignon e Losson, 1997).
1.3 Un esame positivo può bastare, ma un esame negativo non esclude la dermatofitosi
Il consenso della World Association for Veterinary Dermatology (WAVD) non riconosce alcun esame come riferimento unico (Moriello et al., 2017; Peano, 2026). Un esame positivo può tuttavia bastare per concludere, quando mostra il fungo nel tessuto stesso: ife o artrospore su un pelo provano la dermatofitosi (Miller et al., 2013). Solo due metodi forniscono questa prova di una vera infezione del follicolo, l’esame microscopico diretto e la biopsia cutanea. L’esame diretto può essere eseguito su peli strappati, su un raschiato o su un nastro adesivo applicato sulla lesione (Moriello, 2019). Gli altri risultati positivi orientano senza provare. La fluorescenza alla lampada di Wood indica peli da confermare con l’esame diretto o la coltura, e una coltura positiva può riflettere soltanto uno stato di portatore.
Un risultato negativo, invece, non esclude mai la malattia. La lampada di Wood resta negativa quando la specie non è fluorescente. In una serie di kerion, forma nodulare e infiammatoria della dermatofitosi, era negativa in tutti i 23 cani (Cornegliani et al., 2009). L’esame diretto evidenzia gli elementi fungini solo nel 40-70% dei casi (Miller et al., 2013). Di fronte a un forte sospetto clinico, un primo risultato negativo richiede quindi un altro esame, e non la chiusura della diagnosi.
2 La lampada di Wood
2.1 Principio, specie fluorescenti e condizioni d’esame
La lampada di Wood emette una radiazione ultravioletta. Sotto questa radiazione, i peli invasi da alcuni ceppi di M. canis assumono una fluorescenza verde mela che segue il fusto del pelo (Moriello, 2020). Questa fluorescenza è dovuta a un metabolita idrosolubile situato nella corteccia o nel midollo del pelo: la pteridina (Marsella, 2021; Pressanti, 2023) o un metabolita del triptofano. Squame, croste e colture non sono fluorescenti (Miller et al., 2013). Gli altri dermatofiti capaci di fluorescenza sono eccezionali nei carnivori domestici: Microsporum audouinii, M. distortum e Trichophyton schoenleinii. N. gypsea è fluorescente solo raramente, e debolmente; T. mentagrophytes non lo è mai.
Miller et al. (2013) indicano una lunghezza d’onda di 253,7 nm. I testi più recenti danno una banda da 320 a 400 nm (Moriello, 2020; Simpson, 2020; Pressanti, 2023). Hnilica e Patterson (2017) indicano da 340 a 450 nm, e Coyner (2020) da 320 a 450 nm con un picco a 365 nm. La lampada di Wood non è una semplice luce nera. La luce nera emette molta luce blu visibile, che disturba la lettura della fluorescenza (Coyner, 2020). Si raccomanda una lampada medicale collegata alla rete elettrica, dotata di lente d’ingrandimento integrata. Le lampade a batteria sono invece considerate inadeguate (Moriello, 2014; Moriello, 2020).
Miller et al. (2013) e Coyner (2020) raccomandano di accendere la lampada 5-10 minuti prima dell’esame, perché la lunghezza d’onda e l’intensità dipenderebbero dalla temperatura. Moriello (2014, 2020) ritiene al contrario che la lampada sia funzionante fin dall’accensione. Secondo lei, la «fluorescenza ritardata» osservata da alcuni dipende dal tempo di adattamento dell’occhio dell’esaminatore al buio. Una revisione recente considera del resto il riscaldamento di 5 minuti un luogo comune e consiglia di dedicare quel tempo all’adattamento dell’occhio (Long e Gow, 2026). Altri autori raccomandano sia di lasciar scaldare la lampada sia di concedere agli occhi il tempo di adattarsi al buio (DeBoer, 2015; Hnilica e Patterson, 2017). La durata di riscaldamento consigliata varia essa stessa da 2 minuti (Verde, 2018) ad almeno 10 minuti (NAVDF, 2025).
L’animale viene esaminato in una stanza completamente buia, con la lampada tenuta a 2-4 cm dalla cute secondo Simpson (2020), a 5-10 cm secondo Verde (2018). Un esame completo richiede da 2 a 5 minuti, con particolare attenzione alla testa, al muso e agli arti. Nel gattino, un’infezione iniziale può limitarsi ad alcuni minuscoli ciuffi di peli fluorescenti intorno al muso o sugli arti, che un esame frettoloso non vede (DeBoer, 2015). Gli errori più comuni sono non usare una vera lampada di Wood, lavorare in una stanza non abbastanza buia e non dedicare abbastanza tempo (Moriello, 2022). I peli infetti sono spesso nascosti sotto croste e squame. Bisogna quindi sollevarle (Miller et al., 2013).
Foto 1: Lampada di Wood
2.2 Prestazioni nel gatto e nel cane
I dati pubblicati variano dal semplice al doppio, e la differenza dipende anzitutto dalla tecnica. Le pubblicazioni più vecchie riportano che circa la metà delle infezioni da M. canis è fluorescente (Miller et al., 2013), e i dati storici vanno dal 30 al 54% (Ludwig et al., 2024). Gli autori del consenso WAVD sostengono al contrario che la fluorescenza è una proprietà della specie e che si osserva nella grande maggioranza delle infezioni non trattate quando materiale e metodo sono corretti: in oltre il 91% degli animali non trattati secondo Moriello (2019), in quasi il 100% secondo una revisione recente (Long e Gow, 2026), e nel 70-100% dei casi con un operatore esperto (Kunder, 2022). Per questi autori, i falsi negativi dipendono quindi dall’esame più che dal fungo: materiale inadeguato, assenza di lente, contenimento difficile o tecnica insufficiente (Moriello, 2020). Un esame negativo dice così più sulle condizioni in cui è stato eseguito che sull’infezione stessa.
Gli studi sul campo misurano un’altra cosa: ciò che l’esaminatore rileva in condizioni reali. Le loro sensibilità restano quindi al di sotto di quanto il consenso ritiene possibile, e nessuna supera il 71%. La lampada di Wood ha rilevato il 45,5% di 77 infezioni da M. canis confermate in coltura in una serie italiana (Cafarchia et al., 2004), 13 dei 20 animali colpiti in uno studio prospettico (Ludwig et al., 2024), il 66,8% dei gatti infetti di un rifugio nordamericano (DeTar et al., 2019) e il 71% di quelli di un rifugio ceco (Mrazkova et al., 2023). La sua specificità, calcolata rispetto alla coltura, andava dal 74,8% nel primo rifugio al 92% nel secondo. Il divario aumenta nel cane, dove le specie non fluorescenti sono più frequenti: in uno studio brasiliano su 282 animali, la sensibilità era del 39,1% nel cane contro il 73,8% nel gatto, per una specificità rispettivamente dell’89,2% e dell’80,7% (Dubugras et al., 1992).
Il consenso WAVD ritiene, dal canto suo, che la lampada di Wood abbia buoni valori predittivi positivo e negativo (Moriello et al., 2017).
2.3 Falsi positivi, falsi negativi e scelta dei peli da prelevare
I falsi positivi sono frequenti quando ci si accontenta di un bagliore diffuso. Cheratina, sapone, derivati del petrolio, fibre di moquette e numerosi prodotti topici brillano anch’essi sotto la lampada (Miller et al., 2013). Alcuni batteri, come Pseudomonas aeruginosa, fanno lo stesso, ma senza la tinta verde mela di un pelo infetto. Il colore aiuta a distinguere: la vaselina dà un bagliore viola, l’acido salicilico una tinta verdastra, gli indumenti bianchi un riflesso bianco-azzurro (Verde, 2018). I detriti epidermici danno un alone biancastro o violaceo, mentre la vera fluorescenza è di un verde mela brillante, paragonabile a quello del quadrante di un orologio luminoso (DeBoer, 2015). Qualsiasi fluorescenza di squame, croste o unghie è falsa. Per limitare questi errori, bisogna vedere fluorescere singoli fusti piliferi (Miller et al., 2013; DeBoer, 2015). La fluorescenza richiede inoltre tempo per comparire: in genere è visibile dopo 10-14 giorni di infezione (Ludwig et al., 2024). I falsi negativi, invece, dipendono dalla specie coinvolta, da ceppi non fluorescenti o da prodotti topici applicati in precedenza: lo iodio, lo iodopovidone o il captano, per esempio, sopprimono la fluorescenza (Miller et al., 2013; Verde, 2018).
Una fluorescenza non è neppure la prova di un’infezione attiva, perché non si accompagna necessariamente a spore nel pelo. Può anche persistere sui peli dopo la guarigione. Una zona fluorescente può quindi risultare negativa al tricogramma o in coltura (Marsella, 2021). Per questo la presenza del dermatofita si conferma con l’esame microscopico dei peli o, preferibilmente, con la coltura (DeBoer, 2006; DeBoer, 2015).
Il miglior uso della lampada di Wood non è quindi porre la diagnosi, ma scegliere i peli da esaminare o da mettere in coltura (Miller et al., 2013). I peli fluorescenti si strappano con la pinzetta. Se il fusto tagliato è fluorescente, anche la sua parte prossimale estratta dal follicolo deve esserlo. La stessa lampada aiuta poi a ritrovare questi peli sul preparato, posata accanto al microscopio o tenuta a 2-3 cm sopra il vetrino (Miller et al., 2013; Moriello, 2020).
3 La dermatoscopia
3.1 Aspetto dei peli infetti
Il dermatoscopio è una lente illuminata tenuta in mano, che ingrandisce una decina di volte. Scarampella et al. (2015) hanno descritto le immagini in 12 gatti con dermatofitosi e 12 gatti con alopecia autoindotta. Nei gatti infetti, le lesioni circoscritte mostravano peli opachi, leggermente curvi e spezzati, di spessore omogeneo, definiti «peli a virgola». Erano accompagnati da squame da brune a gialle. I gatti con alopecia autoindotta presentavano invece fusti normali, spezzati di netto a lunghezze diverse, ciuffi tagliati allo stesso livello e peli a uncino o arrotolati. L’esame non richiede sedazione (Scarampella et al., 2015).
Come la lampada di Wood, il dermatoscopio serve anzitutto a trovare i peli da prelevare per l’esame diretto, con o senza lampada di Wood. I peli infetti si individuano più facilmente nei gatti a mantello chiaro. Il principale ostacolo è la collaborazione dell’animale (Moriello, 2020).
3.2 Prestazioni e limiti
In uno studio, su 67 gatti, 36 avevano una coltura positiva. La dermatoscopia era positiva in 21 di questi 36 gatti. Il dermatoscopio aiuta a scegliere i peli da mettere in coltura, ma la diagnosi deve basarsi su più test (Dong et al., 2016). In uno studio brasiliano che confrontava sei metodi sugli stessi campioni di 48 gatti, la dermatoscopia e l’esame diretto hanno dato risultati giudicati insoddisfacenti (Mendes et al., 2024). Una recente revisione sistematica della dermatoscopia veterinaria sottolinea la necessità di una terminologia standardizzata e di studi prospettici (Plozner et al., 2026).
Allo stato attuale, la dermatoscopia resta quindi uno strumento di orientamento che non sostituisce né l’esame diretto né la coltura (Dong et al., 2016; Moriello, 2020).
4 L’esame diretto
4.1 Prelievo e tecniche di chiarificazione
L’esame diretto è poco costoso e può confermare la dermatofitosi già alla prima visita (Moriello, 2020). I peli si prelevano al margine di lesioni recenti o in espansione, non trattate; si cercano i peli spezzati o deformati, associati a infiammazione, squame o croste (Miller et al., 2013). Quando la lampada di Wood è positiva, si strappano i peli fluorescenti. Nel gatto, l’associazione di un raschiato superficiale e dello strappo di peli al margine delle lesioni ha confermato la diagnosi nell’87,5% dei casi, senza l’aiuto della lampada di Wood (Moriello, 2020). In alcune infezioni da Trichophyton spp. molto cicatriziali, e in tutte le infezioni da N. persicolor, le ife si trovano solo nello strato corneo: bisogna allora raschiare le squame e non limitarsi ai peli (Miller et al., 2013). Il test del nastro adesivo applicato sulle croste permette di visualizzare le ife (Guaguère e Muller, 2016). In pratica, si raschiano quindi squame e croste con una lama smussa o una spatola alla periferia delle lesioni, e si applica il nastro adesivo direttamente sulle croste.
Nell’animale l’invasione è quasi sempre di tipo ectotrix: le artroconidi formano un manicotto sulla superficie del fusto pilifero, mentre l’invasione endotrix, in cui le spore si formano all’interno del fusto, è eccezionale. La chiarificazione della cheratina è quindi meno necessaria che nell’uomo. Per Miller et al. (2013) basta l’olio minerale. Altri chiarificano peli e squame con qualche goccia di idrossido di potassio al 10-20%. Il vetrino viene poi scaldato delicatamente per 15-20 secondi, senza ebollizione, o lasciato 30 minuti a temperatura ambiente (Miller et al., 2013). Moriello (2020) sconsiglia qualsiasi agente chiarificante, che distrugge la fluorescenza, crea artefatti e danneggia gli obiettivi del microscopio. Per Peano (2026), la chiarificazione migliora la lettura dei campioni ricchi di cheratina, mentre l’olio minerale basta per i soli peli. La scelta dipende quindi dalla natura del campione. Abbassare e chiudere il condensatore del microscopio aumenta il contrasto e fa risaltare spore e ife (Kunder, 2022). Per facilitare ancora l’individuazione, si può aggiungere all’olio blu di cotone al lattofenolo o nuovo blu di metilene e attendere 10-15 minuti: i peli infetti assumono una tinta bluastra (Moriello, 2020).
Con l’obiettivo 4x o 10x, i peli infetti si riconoscono facilmente. Sono più larghi, più pallidi e spesso più rifrangenti dei peli normali, che al confronto appaiono come semplici fili (Moriello, 2020). Il loro contorno è gonfio, sfilacciato e sfumato, e il limite tra cuticola, corteccia e midollo scompare. Questi segni si vedono meglio vicino al bulbo (Miller et al., 2013). Quando sono spezzati, le loro estremità si sfilacciano come una scopa (Hnilica e Patterson, 2017). Le artroconidi formano un manicotto di piccoli elementi rotondi intorno al pelo, mentre le ife crescono all’interno del fusto. Le dimensioni delle conidi orientano verso il genere senza stabilirlo: conidi di 5-8 µm in catene lasse per N. gypsea, di 3-7 µm in catene dense per T. mentagrophytes (Miller et al., 2013). Infine, i dermatofiti non formano macroconidi nei tessuti. Qualsiasi macroconidio trovato sul mantello proviene quindi da un saprofita o da una contaminazione ambientale (Miller et al., 2013).
Foto 2: Pelo tignoso
4.2 Peli strappati o nastro adesivo: studi comparativi
Uno studio greco ha confrontato i peli strappati con il nastro adesivo applicato sulla lesione in 45 animali: 30 cani, di cui 19 con alopecia e 11 con kerion, e 15 gatti. Il nastro adesivo ha permesso la diagnosi nell’82,2% di essi, i peli strappati nel 66,7% e la coltura nell’80% (Bouza-Rapti et al., 2023). Nei kerion, nastro adesivo e coltura avevano la stessa sensibilità, 10 casi su 11, contro 4 su 11 per i peli strappati. Lo stesso gruppo greco ha confermato questo risultato in una serie retrospettiva di 40 cani, di cui 14 con kerion, e 36 gatti: nel kerion, il nastro adesivo era 8 volte più sensibile del tricogramma (Bouza-Rapti et al., 2025). Uno studio australiano prospettico ha riguardato 5 cani e 15 gatti. Il nastro adesivo trasparente, largo 1,8 cm, veniva premuto almeno 4 volte sulla lesione, al centro come in periferia, fino alla perdita di adesività. Il nastro veniva poi colorato con una colorazione di tipo Romanowsky (May-Grünwald-Giemsa o Diff-Quik), letto prima con l’obiettivo 4x per individuare le zone interessanti, infine a immersione. Il nastro adesivo era positivo in tutti i 20 animali, il tricogramma in 18, la coltura in 19 e la lampada di Wood in 13. Nei 3 cani infettati da una specie diversa da M. canis, le ife erano l’unico elemento fungino visibile. L’unico caso negativo al tricogramma nel cane, un’infezione da T. mentagrophytes, è stato recuperato dal nastro adesivo. Gli elementi fungini erano anche più facili da trovare sul nastro adesivo: occupavano più di 20 campi a forte ingrandimento in 18 animali su 20, contro 11 su 20 per il tricogramma. Sul nastro si trovavano a contatto con ammassi di neutrofili e zattere di cheratinociti, e non solo con frammenti di peli anomali (Ludwig et al., 2024).
Nelle lesioni nodulari, lo stampo dell’essudato si è rivelato ancora più interessante. In 23 cani con kerion, ha mostrato artrospore in 21 di essi, libere o in frammenti di peli all’interno di un’infiammazione piogranulomatosa. L’esame dei peli strappati era positivo solo in 8 cani (Cornegliani et al., 2009). Lo stampo si ottiene premendo un vetrino sull’essudato ottenuto spremendo il nodulo, poi lo si colora come una normale citologia. Anche la citologia cutanea classica può mostrare artrospore di M. canis nelle infezioni gravi del gatto, ma mai macroconidi (Moriello, 2020).
Nello studio australiano, dei 7 animali con lampada di Wood negativa, 5 presentavano solo ife, senza manicotto di artrospore (Ludwig et al., 2024). In una serie italiana, l’esame diretto era positivo per il 53,2% delle colture positive per M. canis (Cafarchia et al., 2004). In uno studio su 140 campioni animali, lo era per l’85,7% dei campioni esaminati dopo chiarificazione con potassa (Piri et al., 2018). In uno studio svizzero su 274 animali, l’esame diretto, condotto in microscopia a fluorescenza, era positivo nel 29,3% dei 140 gatti e nel 7,1% dei 113 cani. Solo 5 dei 217 campioni negativi all’esame diretto hanno poi dato una coltura positiva (Drouot et al., 2009). Ludwig et al. (2024) ricordano che la letteratura attribuisce al tricogramma una sensibilità di circa il 60%, dato ripreso da lavori precedenti e non misurato nella loro serie, in cui questa sensibilità raggiungeva il 90%.
4.3 Apprendimento e affidabilità della lettura
Anche un clinico esperto non arriva sempre alla diagnosi (Miller et al., 2013). Căpitan et al. (2018) hanno sottoposto a veterinari 40 preparati di peli, provenienti da 10 gatti infettati da M. canis e da 10 gatti sani. I partecipanti hanno classificato correttamente in media 12,7 vetrini su 20 senza colorante e 13,6 con colorante. Dopo aver consultato una guida illustrata di peli infetti e sani, ne hanno classificati correttamente 16,9 senza colorante e 15,8 con colorante. La guida aumentava nettamente la probabilità di una risposta corretta, cosa che la colorazione non faceva. Rispetto alla coltura, la sensibilità dell’esame diretto era del 70,5% e la sua specificità del 56%.
Questa specificità modesta era calcolata rispetto alla coltura, che non è essa stessa un riferimento perfetto (Moriello et al., 2017). Miller et al. (2013) consigliano di esercitarsi su peli fluorescenti di un gatto fortemente infetto, conservati in un flacone chiuso male e poi mescolati a peli sani. Anche Moriello (2020) insiste sull’uso di immagini di confronto tra peli normali e anomali.
5 La coltura fungina
5.1 Terreni: Sabouraud, DTM, RSM e piastre doppie
La coltura resta l’esame che permette di identificare la specie (Miller et al., 2013). Tradizionalmente si usano due terreni: l’agar Sabouraud destrosio e il Dermatophyte Test Medium (DTM). Il DTM è un agar Sabouraud addizionato di cicloeximide, gentamicina e clortetraciclina, che frenano i contaminanti fungini e batterici. Vi si aggiunge il rosso fenolo, indicatore di pH (Miller et al., 2013).
I dermatofiti consumano prima le proteine del terreno, i cui metaboliti alcalini fanno virare l’agar dal giallo al rosso. La maggior parte degli altri funghi consuma prima i carboidrati e fa virare il terreno al rosso solo dopo un’incubazione prolungata, di 10-14 giorni o più (Miller et al., 2013). Questo viraggio da solo non prova nulla. Anche Blastomyces dermatitidis, Sporothrix schenckii, Histoplasma capsulatum, Coccidioides immitis, Pseudallescheria boydii e alcuni Aspergillus fanno virare il DTM al rosso. L’esame microscopico della colonia è quindi indispensabile. Queste colture si manipolano sotto cappa, perché l’inalazione delle loro spore rappresenta un rischio per l’uomo (Miller et al., 2013).
La cicloeximide impedisce l’isolamento dei funghi sensibili, come Cryptococcus neoformans, numerosi Zigomiceti e alcuni Candida e Aspergillus. Il DTM può anche frenare la formazione delle conidi e mascherare il pigmento delle colonie (Miller et al., 2013). Alcuni micologi lo ritengono inferiore all’agar Sabouraud. Alcuni isolati di M. canis non producono il viraggio iniziale (Miller et al., 2013). Per DeBoer (2015), che preferisce il DTM, alcuni saprofiti come Scopulariopsis consumano prima le proteine e fanno virare il terreno al rosso, e rari dermatofiti non lo fanno virare. Si esamina quindi al microscopio ogni colonia sospetta, anche senza viraggio.
Per questo molti dermatologi preferiscono piastre a due scomparti, uno di DTM e l’altro di Sabouraud. Altri associano il DTM a un terreno a sporulazione rapida (RSM), che contiene un indicatore al blu di bromotimolo che vira al blu-verde in ambiente alcalino (Miller et al., 2013). I laboratori di micologia usano spesso un agar senza indicatore colorato, perché alcuni additivi del DTM inibiscono la crescita dei patogeni (Patel e Forsythe, 2008). Le varianti commerciali di DTM dette migliorate non hanno dimostrato vantaggi secondo DeBoer (2015), che non è convinto nemmeno dell’utilità dell’RSM per M. canis. In uno studio comparativo, cinque dei sei terreni commerciali testati si sono comportati allo stesso modo, con il 100% di crescita a 25 e a 30 °C, sia seminati con ceppi di laboratorio sia con peli e spore di gatti naturalmente infetti. Il sesto, confezionato in piastra autosigillante, ha permesso la crescita solo nel 65,4% dei casi e si seccava facilmente (Moriello et al., 2010). Quanto alla selettività del DTM, lo studio di Mendes et al. (2024), già citato, ha confrontato sugli stessi 48 campioni di gatti la dermatoscopia, l’esame diretto dei peli, tre terreni di coltura (Mycosel, Sabouraud e DTM) e la PCR. Il DTM vi mostra la migliore selettività dei tre terreni. In pratica, Moriello (2020) preferisce le piastre a grande superficie, facili da seminare con lo spazzolino e da campionare per il microscopio, ai flaconi di vetro ad agar inclinato, difficili da seminare.
Foto 3: Esempio di terreno di coltura per l’ambulatorio
5.2 Prelievo e semina: lesioni, spazzolino, moquette, unghie
In un animale con lesioni, si prelevano con una pinzetta sterile peli, squame e croste alla periferia di una lesione recente. Nelle razze a pelo lungo si possono accorciare i peli lasciandone sporgere solo 0,5-1 cm (Miller et al., 2013). Il campione si deposita delicatamente sulla superficie del terreno, senza affondarlo. Portare il terreno a temperatura ambiente prima della semina accelera la crescita (Hnilica e Patterson, 2017). Per una lesione singola si strappano i peli al margine; per una forma generalizzata si preferisce lo spazzolino (Kunder, 2022). Nel gatto, DeBoer (2015) preferisce lo spazzolino in tutti i casi, perché è poco probabile che tutti i peli di un’area lesionale siano infetti e lo strappo può mancare i peli colpiti.
Il metodo dello spazzolino, detto di MacKenzie, consiste nello spazzolare il mantello con uno spazzolino sterile e poi premerlo sul terreno. È prezioso per individuare i gatti portatori asintomatici (Miller et al., 2013). Uno spazzolino nuovo nella sua confezione è micologicamente sterile, senza autoclave che rischierebbe di deformarlo. Si passa lo spazzolino sulla lesione stessa, oppure su tutto il mantello per 2-3 minuti in caso di sospetta infezione inapparente (DeBoer, 2015). In un allevamento felino può occuparsene il proprietario, con uno spazzolino pulito per ogni gatto, riposto in un sacchetto etichettato. Si evita così di portare tutti i gatti in ambulatorio (DeBoer, 2015). In 26 gatti di allevamento, di cui 21 positivi, premere le setole dello spazzolino sull’agar ha dato 20 piastre positive su 21. Trasferire in più i peli e le squame intrappolati nelle setole ha dato solo 7 piastre utilizzabili su 21: le altre erano invase da muffe contaminanti, quindi illeggibili, e non negative (Di Mattia et al., 2019). Allo stesso modo, troppi punti di semina fanno crescere un tappeto di ife che non sporulano. Moriello (2020) consiglia quindi di limitarsi a 6-8 tocchi, ciascuno ben visibile. Il metodo della moquette consiste nel passare su tutto il corpo un quadrato di moquette sterilizzato. La sua sensibilità è simile: in un allevamento infetto, la moquette ha rilevato 20 dei 23 gatti infetti, contro 21 per lo spazzolino. È meno costosa e più semplice da spedire (Bourdeau et al., 2004).
Unghie e cuscinetti sono spesso molto contaminati e talvolta portano dermatofiti di passaggio. Li si pulisce quindi con alcol al 70% prima del prelievo. Si elimina la parte distale dell’unghia, poi si raschia la faccia concava della parte restante (Miller et al., 2013; Coyner, 2020). Un’altra tecnica consiste nel tagliare l’unghia colpita e poi raspare la superficie per depositare fini particelle sul terreno (Hnilica e Patterson, 2017). Un campione non viaggia in una provetta chiusa. L’umidità vi resta, e i batteri contaminanti si moltiplicano. Sono adatti una busta pulita o un portapillole con il tappo poco stretto (Miller et al., 2013).
5.3 Incubazione, lettura e identificazione
La velocità di crescita dipende dalla temperatura e dalla quantità di peli depositati. Sul terreno RapidVet-D, seminato con peli di cavie infettate sperimentalmente, il viraggio è comparso dal terzo giorno per M. canis, dal quarto per T. equinum e dal quinto per T. mentagrophytes, alla temperatura ottimale di 27 °C (Guillot et al., 2001). DeBoer (2015) raccomanda una temperatura ambiente calda di circa 28 °C e ritiene inutile il buio. Un’altra fonte raccomanda il buio, 30 °C e il 30% di umidità, e attribuisce falsi negativi a condizioni di incubazione insufficienti (NAVDF, 2018). Piastre seminate con M. canis e incubate sotto quattro regimi di illuminazione (luce continua, buio continuo, alternanza di 12 ore, illuminazione ambientale) non hanno mostrato alcuna differenza di crescita né di sporulazione (Moriello et al., 2010).
Uno studio retrospettivo ha riguardato 13.772 colture, di cui 2.876 positive per M. canis. Nei gatti non trattati, il 98,2% degli isolati è stato ottenuto entro 14 giorni, e il 96,8% nei gatti in trattamento (Stuntebeck et al., 2018). Le rare colture che richiedevano più di 14 giorni avevano una morfologia grossolanamente anomala, una contaminazione che ritardava la conferma, o una o due colonie soltanto. Una coltura può quindi essere dichiarata negativa a 14 giorni (Stuntebeck et al., 2018; Moriello, 2020). Questa regola vale per M. canis nel gatto, unica situazione studiata. Si conservano per 3 settimane le piastre senza crescita quando è possibile un Trichophyton, perché questo genere può richiedere tale tempo (Moriello, 2014). I consigli più vecchi, che arrivavano fino a 4 settimane per tutte le piastre (DeBoer, 2015), sono invece superati. Le colture positive si manifestano in 9-14 giorni (Ludwig et al., 2024). Nel laboratorio specializzato, i risultati si ottengono anzi in pochi giorni, con una valutazione semiquantitativa, e non in qualche settimana come spesso si ripete (Bourdeau, 2023). In condizioni di incubazione costanti, le 202 colture diagnostiche dei gatti infetti di un rifugio sono del resto cresciute entro 7 giorni, con una mediana di 4 giorni (DeTar et al., 2019).
Le piastre si ispezionano ogni giorno, in controluce, senza aprirle finché la crescita non è sufficiente. La colonia è spesso visibile diversi giorni prima del viraggio (Moriello, 2020). Questo viraggio non è diagnostico: serve solo a segnalare le colonie da esaminare. Tutti i funghi, saprofiti compresi, finiscono del resto per far virare il terreno dopo qualche giorno di crescita (Moriello, 2020; Peano, 2026). Le colonie di dermatofiti sono pallide o camoscio, da polverose a cotonose; non sono mai verdi, grigie, brune o nere (Moriello, 2020). Una colonia pigmentata è un contaminante, mai un dermatofita. Il suo viraggio arriva diversi giorni dopo la colonia (Hnilica e Patterson, 2017).
Per identificare la colonia, se ne preleva un frammento con la faccia adesiva di un nastro adesivo trasparente, poi lo si monta in blu di cotone al lattofenolo. È la tecnica della bandierina di Roth (Miller et al., 2013; Patel e Forsythe, 2008). I macroconidi possono comparire solo una settimana dopo la crescita della colonia. In loro assenza, conviene quindi attendere qualche giorno e prelevare di nuovo, o anche trapiantare su agar Sabouraud (Heinrich et al., 2019). M. canis forma macroconidi fusiformi a parete spessa ed echinulata, di sei o più cellule, terminati da un rigonfiamento; al rovescio, la colonia è giallo-arancio. N. gypsea dà una colonia piatta e granulosa, da camoscio a cannella, e numerosi macroconidi ellissoidali a parete sottile, senza rigonfiamento terminale. T. mentagrophytes dà una colonia piatta, da bianca a crema e polverosa, microconidi rotondi isolati o a grappolo, talvolta ife a spirale e macroconidi a forma di sigaro (Miller et al., 2013). I ceppi che fanno pensare a Trichophyton, in particolare, vanno affidati a un laboratorio diagnostico (Miller et al., 2013).
5.4 Interpretazione: coltura positiva o negativa, numero di colonie, contaminanti
Moriello (2014) propone di contare le colonie di patogeno per piastra e di ricavarne un punteggio: P1 per 1-4 colonie, P2 per 5-9, P3 per più di 10. Un animale realmente infetto dà numerose colonie, salvo errore di prelievo, e il loro numero diminuisce man mano che l’infezione si risolve (Moriello, 2020). Il punteggio permette anche di individuare gli animali esposti a una contaminazione ambientale, le cui colture oscillano tra negativo e P1 (Moriello, 2014). Bettenay (2018) riserva il punteggio P1 a una sola colonia, che fa pensare a un portatore transitorio e fa ripetere la coltura. Colloca P2 tra 1 e 4 colonie e P3 alla piastra invasa. Le prime due soglie si sovrappongono quindi nella fonte stessa. Propone di interpretare una PCR positiva come un punteggio P1.
La coltura positiva non è per questo la prova di un’infezione. Una coltura con spazzolino positiva può riflettere solo una contaminazione del mantello (Heinrich et al., 2019). I dermatofiti si isolano infatti dal mantello di cani e gatti sani, che possono essere veri portatori o essere stati esposti di recente a un ambiente contaminato. I cani da caccia portatori di N. gypsea ne sono un esempio (Miller et al., 2013). Una coltura negativa, dal canto suo, non esclude la malattia: può restare muta mentre l’esame diretto è positivo (Miller et al., 2013). Nei kerion non ha identificato l’agente in 6 dei 23 cani di una serie (Cornegliani et al., 2009). La coltura di uno pseudomicetoma felino descritto in Thailandia è rimasta negativa dopo 14 giorni, mentre l’istologia mostrava artroconidi (Kusolsongkhrokul et al., 2025). Infine, i contaminanti disturbano la lettura: nella grande serie portoghese, 271 dei 4.716 campioni hanno dovuto essere scartati per questo motivo (Lopes et al., 2024).
5.5 DTM in ambulatorio o coltura in laboratorio
In uno studio multicentrico condotto in cieco su 47 gatti e 54 cani, il DTM di ambulatorio è stato confrontato con la coltura del laboratorio di micologia. Quando i clinici di un centro di referenza esaminavano la colonia a occhio nudo e al microscopio, la concordanza era del 97%. Quando i veterinari generalisti leggevano solo il viraggio di colore, scendeva all’80,6%, cioè un errore nel 19,4% dei casi (Kaufmann et al., 2016).
La coltura in ambulatorio ha quindi valore solo se la colonia viene esaminata al microscopio (Kaufmann et al., 2016). Se l’équipe non si sente sicura nell’identificare le colonie, il campione deve partire per il laboratorio di riferimento (Kunder, 2022). Per Patel e Forsythe (2008), anche dopo un DTM in ambulatorio è meglio inviare il ceppo al laboratorio. I suoi tecnici hanno più esperienza e può prolungare la coltura in condizioni controllate. Il costo dei due approcci è simile. L’invio immediato può far guadagnare tempo. Anche il riferimento del GEDAC (gruppo di studio francofono di dermatologia veterinaria) raccomanda la coltura in un laboratorio di micologia (Bensignor, 2016). Moriello (2020) consiglia di conservare le piastre in sacchetti di plastica individuali, per evitare contaminazioni crociate, essiccamento e infestazione del terreno da parte di acari. Raccomanda anche di controllare la temperatura di incubazione.
6 I metodi molecolari
6.1 PCR, PCR nested e qPCR: prestazioni
La PCR rileva il DNA fungino direttamente nei peli, senza attendere la crescita di una coltura. Il suo principale vantaggio è la rapidità: 1-3 giorni, contro almeno 14 giorni per una coltura (Jacobson et al., 2018a). Si usano diversi bersagli, tra cui il gene della chitina sintasi 1 e le regioni ITS del DNA ribosomiale (Cafarchia et al., 2013; Jańczak et al., 2023).
In 132 gatti, di cui 28 con coltura positiva per M. canis, una PCR commerciale in tempo reale (qPCR) ha identificato tutti i gatti positivi in coltura. La sua sensibilità era del 100% e la sua specificità dell’88,5%, con 12 falsi positivi (Jacobson et al., 2018a). Una PCR negativa era quindi un risultato affidabile. In 52 gatti di rifugio con lesioni, una qPCR commerciale e la coltura hanno concordato in 49 gatti. La qPCR ha riconosciuto 45 delle 46 infezioni da M. canis, ma solo 2 delle 4 infezioni da Trichophyton spp. (Moriello et al., 2018).
Il consenso riporta dal canto suo una PCR che ha identificato correttamente l’infezione da T. mentagrophytes in tutti i 7 cani e l’infezione da M. canis in tutti gli 8 gatti testati (Moriello et al., 2017). Al di fuori dei rifugi, le prestazioni sono più basse. Uno studio retrospettivo ha riguardato 615 cani e gatti visitati in 16 cliniche dermatologiche di referenza negli Stati Uniti, che hanno fornito 667 coppie di campioni. Rispetto alla coltura eseguita in clinica, la qPCR aveva una sensibilità del 74,1% e una specificità del 98,1%. La diagnosi deve quindi continuare a basarsi su più test complementari (Frost et al., 2022). Anche Kunder (2022) riporta falsi negativi nell’esperienza del curatore dell’opera e consiglia di associare la PCR a una coltura. Per Bourdeau (2023), la sensibilità reale della PCR dipende anzitutto dalla qualità del prelievo. La sua specificità reale dipende dall’uso di primer propri di ciascun dermatofita, cioè di almeno quattro specie maggiori e quattro minori, e non di una o due.
Su 183 campioni di peli, una PCR nested ha raggiunto nel cane una specificità del 94,1% e una sensibilità del 100%. Nel gatto, la specificità era del 94,4% e la sensibilità del 94,9%. Distingueva inoltre M. canis, T. interdigitale e le specie geofile (Cafarchia et al., 2013). Una PCR nested con un altro gene bersaglio è stata positiva nel 90% di 140 campioni animali, contro l’85,7% della microscopia dopo potassa e il 75% della coltura (Piri et al., 2018). Nello studio di Mendes et al. (2024), già citato, la PCR ha ottenuto la migliore sensibilità, specificità e accuratezza di tutti i metodi confrontati.
La PCR serve anche a identificare la specie, tramite sequenziamento. Ha permesso per esempio di identificare, per la prima volta in Africa, Trichophyton indotineae in un cane (Zineldar et al., 2025). Per Peano (2026), morfologia, specie ospite e contesto bastano di solito a dare un nome al fungo. Quando bisogna arrivare alla specie, si passa ai metodi molecolari.
6.2 Falsi positivi e DNA non vitale
La PCR rileva il DNA delle spore vitali come quello delle spore morte. Non distingue quindi il portatore meccanico dalla malattia (Moriello, 2020; Peano, 2026).
Il valore quantitativo della qPCR non scioglie questa ambiguità. Prima del trattamento, un valore di ciclo soglia inferiore a 35,7, cioè circa 300 copie di DNA, separava i gatti positivi e negativi in coltura. Questa soglia aveva una sensibilità del 92,3% e una specificità del 95,2%. Durante il trattamento, invece, non è emersa alcuna soglia affidabile, e i valori si sovrapponevano ampiamente (Jacobson et al., 2018b).
Alcuni test mirano inoltre a gruppi ampi come Microsporum spp. o Trichophyton spp., il cui risultato è meno informativo e richiede prudenza vista la tassonomia attuale (Peano, 2026). Infine, il prelievo condiziona il risultato: bisogna campionare la lesione bersaglio e raccogliere abbastanza peli con la loro parte follicolare, o croste strappate con i loro fusti e bulbi (Moriello, 2020).
6.3 LAMP, RPA-Cas12a e MALDI-TOF
Un metodo di amplificazione isotermica (LAMP) e una qPCR multiplex sono stati validati su 250 campioni clinici di peli. La loro specificità era del 100%. Per M. canis, la sensibilità era del 96,9% per la LAMP e del 98,4% per la qPCR; per T. mentagrophytes, del 93,2% per la LAMP e del 97,7% per la qPCR. La LAMP forniva il risultato in 30 minuti, la qPCR in 45 (Müş Tak et al., 2022). Un test che associa amplificazione con ricombinasi e sistema Cas12a ha dato, in una trentina di minuti, risultati leggibili a occhio nudo sotto luce blu, concordanti con coltura e sequenziamento (Wang et al., 2022). Una qPCR basata sul trasferimento di energia per risonanza distingue M. canis, N. gypsea e T. mentagrophytes dal loro profilo di fusione, su soli tre ceppi di riferimento e dieci isolati clinici (Iduu et al., 2025).
La spettrometria di massa MALDI-TOF, invece, non identifica il fungo nel pelo ma su una colonia già coltivata. In 99 cani e gatti randagi di Porto Rico, di cui 19 portatori di un dermatofita, ha confermato i 19 isolati identificati al microscopio (Hernandez-Bures et al., 2021). Su isolati veterinari identifica bene M. canis, mentre Trichophyton spp. raggiunge a stento la soglia di identificazione sicura, per mancanza di spettri di riferimento in numero sufficiente (Baumbach et al., 2021). Una revisione di dieci studi pubblicati tra il 2008 e il 2015 riporta un’accuratezza compresa tra il 13,5 e il 100% per i dermatofiti. L’estrazione preliminare delle proteine e una banca di spettri arricchita dal laboratorio vi appaiono indispensabili (L’Ollivier et al., 2017).
7 Istopatologia e altri esami
7.1 Indicazioni e prelievo: kerion, pseudomicetoma, forma acantolitica
La biopsia è meno sensibile della coltura e le sue immagini sono variabili quanto le lesioni cliniche (Miller et al., 2013). Secondo il consenso, tre situazioni giustificano l’istologia: la ferita o il nodulo che non guarisce, il cane con lesioni facciali croniche o sospetto di pemfigo, e l’animale con lesioni insolite non spiegate (Moriello et al., 2017). Anzitutto, vedere il fungo nel follicolo prova che l’animale è infetto, e non semplicemente portatore. Ciò conta quando una coltura positiva è difficile da interpretare (Miller et al., 2013; Moriello, 2019). Inoltre, la biopsia è spesso l’unico mezzo diagnostico nelle forme nodulari, kerion e pseudomicetoma, in cui peli e squame non permettono sempre di coltivare l’agente (Miller et al., 2013). Nel kerion del cane, l’infezione ha sede nel derma. Lampada di Wood, esame dei peli e coltura possono quindi restare negativi (Cornegliani et al., 2009).
Lo pseudomicetoma appartiene al gruppo eterogeneo delle infezioni fungine a localizzazione sottocutanea, insieme alle micosi da impianto e alle localizzazioni di infezioni sistemiche come la criptococcosi o l’istoplasmosi. In queste forme profonde, l’isolamento di un fungo non basta a stabilirne il ruolo, perché molti sono saprofiti dell’ambiente. Citologia e istopatologia sono allora al centro della diagnosi, perché mostrano gli elementi fungini nella lesione (Peano, 2026). Per queste lesioni profonde si può eseguire la coltura su un frammento di tessuto triturato. Il laboratorio deve allora conoscere le ipotesi considerate, perché i funghi dimorfi come Blastomyces, Histoplasma, Sporothrix o Coccidioides rappresentano un rischio per il suo personale (NAVDF, 2018).
La biopsia è necessaria anche quando il quadro clinico fa pensare a un pemfigo. Nel cane, l’infezione da Trichophyton spp. può provocare un’acantolisi marcata, epidermica o follicolare, cioè una perdita di coesione tra cheratinociti, talvolta accompagnata da una dermatite d’interfaccia lichenoide. Questa infezione può quindi essere confusa con un pemfigo eritematoso o foliaceo (Miller et al., 2013).
7.2 Lesioni, colorazioni e PCR su tessuto
Si incontrano tre grandi quadri istologici: una perifollicolite, una follicolite e una foruncolosi; una dermatite perivascolare superficiale o interstiziale, iperplastica o spongiotica, con un’ipercheratosi paracheratosica o ortocheratosica marcata; una dermatite pustolosa intraepidermica (Miller et al., 2013). La dermatofitosi diventa la diagnosi più probabile quando i follicoli sono distrutti uno dopo l’altro da un’infiammazione necrotizzante e piogranulomatosa, il cosiddetto «effetto domino». Bisogna allora esaminare ogni fusto pilifero, perché gli elementi fungini vi sono spesso rari (Miller et al., 2013).
Il numero di elementi fungini è spesso inversamente proporzionale all’intensità dell’infiammazione. Nel gatto con alopecia poco infiammatoria, la biopsia mostra enormi quantità di artrospore e ife intorno ai peli, con un’infiammazione minima. Nelle infezioni da M. canis associate a una follicolite o a una dermatite d’interfaccia idropica, invece, gli elementi sono rari. Nelle infezioni da N. persicolor, le ife si trovano solo nella cheratina superficiale (Miller et al., 2013). Lo pseudomicetoma è caratterizzato da una pannicolite e una dermatite da granulomatose a piogranulomatose, in cui il fungo forma ife larghe 2,5-4,5 µm, catenelle di pseudoife e grandi cellule di circa 12 µm, raggruppate in pseudogranuli (Miller et al., 2013).
L’interpretazione della biopsia, spesso delicata, richiede un istopatologo veterinario competente in dermatologia (Guaguère e Muller, 2016). In uno studio retrospettivo su 190 biopsie di cani, 95 con dermatofitosi e 95 con pemfigo superficiale, tutti i casi di dermatofitosi erano positivi sia al PAS sia al Grocott, senza superiorità visiva dell’una o dell’altra colorazione (Peters et al., 2007). Cheratinociti acantolitici erano presenti nel 14% delle dermatofitosi, ma in numero significativamente inferiore rispetto ai pemfigo. Nei pemfigo non è stato visto alcun dermatofita.
L’istologia non dà la specie (Moriello et al., 2017; Patel e Forsythe, 2008). L’ideale è allora inviare il frammento al laboratorio in un po’ di soluzione fisiologica sterile, per una coltura su tessuto triturato, sapendo che restano possibili falsi negativi (Moriello et al., 2017). Quando la coltura è impossibile, la PCR può identificare l’agente sul tessuto incluso in paraffina. Una PCR che mira al DNA ribosomiale 18S è stata testata su campioni veterinari di pseudomicetomi, di gatti ed equidi insieme, diagnosticati con istologia e coltura. Ha identificato M. canis in tutti i casi, in completa concordanza con l’identificazione classica (Nardoni et al., 2007).
7.3 Sierologia e intradermoreazione
Nel cane, un test ELISA basato su un estratto completo di M. canis aveva una sensibilità dell’83,3% e una specificità del 95,2% per identificare i cani infetti (Miller et al., 2013). In 70 gatti suddivisi tra sintomatici, asintomatici e negativi in coltura, un ELISA che misurava le IgG ha raggiunto una sensibilità del 94% e una specificità del 75%, senza differenze tra gatti sintomatici e asintomatici (Santana et al., 2018). Questo ELISA rileva i gatti esposti a M. canis, il che non prova un’infezione in corso.
L’intradermoreazione con un estratto di M. canis dà risultati difficili da utilizzare. Una reazione immediata è comparsa nel 5% degli animali guariti con coltura negativa, nel 16% di quelli guariti con coltura positiva e nel 17% di quelli attivamente infetti. Una reazione ritardata è comparsa nell’87% degli animali guariti con coltura negativa, nel 74% di quelli guariti con coltura positiva e nel 50% di quelli attivamente infetti (Miller et al., 2013). Nessuno studio successivo ha aggiornato questi valori.
8 Strategie diagnostiche
8.1 L’animale con lesioni in ambulatorio
Poiché nessun esame è un riferimento, la diagnosi si basa sull’associazione di metodi complementari, scelti secondo il tipo di lesione e la domanda posta (Moriello et al., 2017; Peano, 2026). Anzitutto, la lampada di Wood e il dermatoscopio servono a individuare i peli sospetti, senza porre la diagnosi (Moriello, 2019). Poi l’esame diretto di questi peli, associato al raschiamento dei margini della lesione, può confermare l’infezione già durante la visita (Moriello, 2020). In seguito, la coltura conferma la diagnosi quando gli esami al letto dell’animale sono negativi, e identifica la specie quando sono positivi (Moriello, 2020). Infine, la biopsia è riservata alle forme nodulari o atipiche e ai quadri che fanno pensare a un pemfigo (Miller et al., 2013; NAVDF, 2025). Il riferimento del GEDAC aggiunge che una diagnosi di certezza deve precedere l’inizio del trattamento (Bensignor, 2016). La Tabella 1 riassume l’apporto e i limiti di ciascun esame.
Nessuno studio ha confrontato strategie diagnostiche con un vincolo di costo. Ciò che segue è quindi un ragionamento, non un dato pubblicato. Quando le possibilità del proprietario consentono un solo esame, la coltura micologica è la scelta migliore, perché è l’unica a identificare la specie, il che orienta verso la fonte del contagio, e l’unica a servire poi da criterio di guarigione (Miller et al., 2013; Moriello et al., 2017). Gli esami al letto dell’animale conservano la loro utilità quando il risultato deve essere immediato, e la PCR quando i tempi della coltura sono inaccettabili.
Tabella 1: Apporto e limiti degli esami complementari nella diagnosi della dermatofitosi del cane e del gatto
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Esame |
Che cosa fornisce |
Limiti principali |
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Lampada di Wood |
Individua i peli infetti da M. canis, guida il prelievo e il monitoraggio (Miller et al., 2013; Moriello, 2020) |
Riguarda solo M. canis; sensibilità del 39,1% nel cane e del 73,8% nel gatto in uno studio (Dubugras et al., 1992), dal 45,5 al 71% in altre serie (Cafarchia et al., 2004; Mrazkova et al., 2023); falsi positivi (cheratina, topici, fibre) |
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Dermatoscopia |
Individua i «peli a virgola» da prelevare (Scarampella et al., 2015) |
Positiva in 21 dei 36 gatti positivi in coltura (Dong et al., 2016); dati scarsi |
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Esame diretto su peli strappati |
Prova di infezione vera, risultato immediato (Miller et al., 2013; Moriello, 2019) |
Positivo nel 40-70% dei casi secondo Miller et al. (2013); lettura da apprendere (Căpitan et al., 2018) |
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Esame diretto su nastro adesivo |
Resa elevata, anche nel kerion (Bouza-Rapti et al., 2023; Ludwig et al., 2024) |
Casistiche ridotte (20 e 45 animali) |
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Coltura |
Identificazione della specie, numero di colonie utile al monitoraggio, esame da preferire se se ne può fare uno solo (Miller et al., 2013; Moriello, 2014) |
Risultato in 14 giorni (Stuntebeck et al., 2018); non distingue portatore e infezione; viraggio del DTM non diagnostico (Peano, 2026) |
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PCR, qPCR |
Risultato in 1-3 giorni; PCR negativa affidabile in rifugio (Jacobson et al., 2018a) |
Rileva DNA non vitale; sensibilità del 74,1% in pratica di referenza (Frost et al., 2022) |
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Istopatologia |
Prova di infezione vera; spesso unico mezzo nel kerion e nello pseudomicetoma (Miller et al., 2013) |
Meno sensibile della coltura |
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Sierologia |
Rileva l’esposizione a M. canis (Santana et al., 2018) |
Non distingue esposizione e infezione |
Nessuno studio veterinario ha misurato le prestazioni degli esami sulle unghie, e i dati umani non sono trasferibili.
Un esame negativo non esclude la malattia. È la combinazione di risultati concordanti che stabilisce la diagnosi (Moriello, 2019). In una serie greca di 76 animali colpiti, almeno due test tra tricogramma, nastro adesivo e coltura su DTM erano positivi in 28 dei 40 cani e in 23 dei 36 gatti (Bouza-Rapti et al., 2025).
8.2 Particolarità nel cane
Nel cane la follicolite stafilococcica è molto più frequente, al punto che Miller et al. (2013) ricordano l’adagio: ciò che nel cane sembra una tigna probabilmente non lo è. Anche la lampada di Wood vi è meno utile: la sua sensibilità era solo del 39,1% nel cane nello studio di Dubugras et al. (1992).
Le specie coinvolte variano da una regione e da uno stile di vita all’altro. Per Bourdeau (2023), M. canis non ha più il quasi-monopolio nel gatto, e ancor meno nel cane, mentre una serie greca lo ha isolato nel 96,2% dei cani (Bouza-Rapti et al., 2025). Queste due osservazioni descrivono popolazioni diverse. Nello studio svizzero già citato, il 93% dei gatti portatori di Arthroderma vanbreuseghemii, teleomorfo del complesso T. mentagrophytes, erano cacciatori, e tutti avevano lesioni. I gatti rigorosamente d’appartamento erano invece infettati quasi esclusivamente da M. canis. Questa specie è stata isolata anche nel cane (Drouot et al., 2009). Lo stile di vita orienta quindi l’ipotesi quanto la geografia.
Tre situazioni cliniche richiedono poi di adattare l’approccio.
La prima è l’infezione da Trichophyton spp., che colpisce spesso il muso: in una serie di 64 cani infettati dal complesso T. mentagrophytes, le lesioni si localizzavano anzitutto sul muso (48%), poi sul resto della testa esclusi i padiglioni auricolari (21%). L’esordio dei segni raggiungeva il picco in ottobre, e cani da caccia e terrier erano sovrarappresentati (Pieper et al., 2023). Il cane da caccia o il terrier con lesioni crostose e pustolose del muso o generalizzate deve far cercare N. gypsea, N. persicolor o T. mentagrophytes. La lampada di Wood vi è in genere negativa e l’esame diretto spesso difficile da interpretare (Guaguère e Muller, 2016). In questi cani l’istologia può simulare un pemfigo (Miller et al., 2013).
La seconda è l’infezione da N. persicolor, che non colpisce i peli: impone di prelevare le squame e la cheratina superficiale (Miller et al., 2013).
La terza è la forma nodulare. Il kerion richiede uno stampo dell’essudato, più redditizio dell’esame dei peli, e talvolta una biopsia (Cornegliani et al., 2009). Nelle forme erosive e ulcerate, kerion e pseudomicetoma compresi, la fluorescenza manca e il tricogramma aiuta poco. La coltura, o anche più biopsie, diventano quindi necessarie (Verde, 2018). I granulomi non si limitano del resto al kerion: granulomi dermici e sottocutanei da T. mentagrophytes sono stati descritti in un cane con dermatofitosi superficiale cronica, diagnosticati con la biopsia e la coltura dei noduli (Bergman et al., 2002).
8.3 Rifugi, allevamenti felini e screening
In comunità non si tratta più solo di confermare un’infezione, ma di individuare rapidamente gli animali infetti tra numerosi portatori. La presenza di lesioni è un cattivo criterio di screening. In un rifugio, 5.644 gatti sono stati esaminati e messi in coltura con spazzolino tra il 2003 e il 2005. Dermatofiti sono stati isolati in 584 gatti, di cui solo 94 presentavano lesioni. Al contrario, 287 dei 381 gatti con lesioni erano negativi in coltura (Verbrugge et al., 2006). Uno smistamento basato sulle sole lesioni avrebbe lasciato passare l’83,9% dei gatti positivi. In un altro rifugio, 273 gatti avevano una coltura positiva, ma solo 60 di essi presentavano lesioni ed erano positivi alla lampada di Wood e all’esame diretto. Gli altri 213, senza lesioni e negativi alla lampada di Wood, sono stati considerati portatori (Moriello, 2020). Nella serie portoricana già citata, la proporzione di positivi era più alta tra gli animali senza lesioni (36%) che tra quelli con lesioni (13,5%), senza che la fonte indichi la numerosità di ciascuno dei due gruppi (Hernandez-Bures et al., 2021).
Un esame accurato alla lampada di Wood, fin dall’ammissione, serve allora a individuare i gatti ad alto rischio. In un rifugio che accoglieva più di 1.200 gatti all’anno, ha permesso di proseguire ammissioni e adozioni durante l’eradicazione di una dermatofitosi endemica (Newbury et al., 2015). Altrove, quando i risultati della lampada di Wood erano discordanti all’interno di una cucciolata o di un nucleo, tutti i gatti erano positivi in coltura nel 78,8% dei gruppi (DeTar et al., 2019). La coltura con spazzolino o con moquette resta l’esame di screening dei portatori, con una sensibilità di circa il 90% per entrambe le tecniche (Bourdeau et al., 2004). Il numero di colonie aiuta poi a distinguere i portatori meccanici dai gatti con lesioni iniziali: Moriello (2014) raccomanda a questo scopo di combinare il conteggio delle colonie con un nuovo esame alla luce bianca e alla lampada di Wood. La PCR può accelerare l’uscita degli animali indenni, grazie alla sua rapidità e all’affidabilità del suo risultato negativo (Jacobson et al., 2018a).
8.4 Monitoraggio del trattamento e guarigione micologica
La guarigione clinica non basta: il trattamento prosegue fino alla guarigione micologica (Moriello, 2020).
La lampada di Wood serve anche al monitoraggio nei gatti la cui infezione è fluorescente. All’inizio dell’infezione, la fluorescenza occupa solo la base del pelo. Una volta instaurata l’infezione, si estende a tutto il fusto. Sotto un trattamento efficace, la base del pelo si spegne per prima, la fluorescenza si limita alle punte, poi scompare (Miller et al., 2013). In uno studio controllato con placebo in gatti trattati con itraconazolo senza topici, 39 gatti su 40 erano negativi alla lampada di Wood alla nona settimana. Alla stessa data, 36 avevano almeno una coltura negativa e 24 ne avevano due (Moriello, 2020). In questo studio, la fluorescenza era quindi scomparsa prima della negativizzazione delle colture.
Classicamente si raccomandavano due, o anche tre colture negative consecutive (Miller et al., 2013), a due settimane di distanza (Kunder, 2022). In allevamento si mettevano in coltura tutti i gatti ogni 2-4 settimane, perché i gatti che restavano positivi mentre gli altri guarivano erano veri serbatoi (DeBoer, 2006). In uno studio retrospettivo su 371 gatti di rifugio trattati, la prima coltura negativa annunciava la guarigione nel 90,3% di essi (Stuntebeck et al., 2020). Nei gatti per il resto sani, la concordanza tra una e due colture negative era molto buona. Le eccezioni riguardavano due situazioni: un errore di prelievo nelle prime tre settimane di trattamento, o una malattia concomitante. I 17 gatti di questo secondo gruppo sono guariti in media in 11 settimane. In un animale sano, trattato correttamente e che vive in un ambiente pulito, una sola coltura negativa può quindi bastare (Stuntebeck et al., 2020). Il punteggio delle colonie aiuta anche a leggere l’evoluzione: un punteggio che resta alto segnala un insuccesso, una risalita brusca una recidiva, e oscillazioni tra negativo e P1 una ricontaminazione dall’ambiente (Moriello, 2014).
La PCR, invece, si presta male a questo monitoraggio. Alla prima coltura negativa, la PCR era ancora positiva in 14 dei 17 gatti seguiti. Alla seconda, lo era ancora in 11 di essi (Jacobson et al., 2018a). Con una qPCR commerciale, il test specifico per M. canis ha identificato correttamente la guarigione in 39 gatti su 46, e il test Microsporum spp. in 30 (Moriello et al., 2018). In pratica di referenza, la sensibilità della qPCR durante il monitoraggio era del 77,8% e la sua specificità del 92% (Frost et al., 2022). Lavare e asciugare il mantello prima di un prelievo di controllo elimina le spore morte rimaste sui peli. Altrimenti, il loro DNA rende la PCR falsamente positiva (Moriello, 2020). Una PCR negativa in un gatto trattato resta compatibile con la guarigione, così come una coltura negativa in un gatto senza lesioni e negativo alla lampada di Wood, a parte qualche punta di pelo ancora fluorescente (NAVDF, 2025).
Conclusione
Un esame che mostra il fungo nel pelo o nel tessuto basta per concludere, mentre nessun esame negativo autorizza a escludere la malattia. La lampada di Wood e il dermatoscopio orientano il prelievo. L’esame diretto, sia su peli strappati sia su nastro adesivo, conferma l’infezione al letto dell’animale. La coltura è l’unico esame che fornisce la specie. Bisogna però osservare la colonia al microscopio, perché un terreno che vira al rosso non prova nulla: lo fanno anche le muffe. Quanto al numero di colonie, diminuisce man mano che l’animale guarisce. È quindi un buon riferimento per il monitoraggio. La PCR accorcia i tempi della diagnosi, ma rileva anche il DNA delle spore morte e si presta male al monitoraggio. La biopsia mantiene il suo posto nelle forme nodulari e nei quadri che fanno pensare a un pemfigo. L’approccio deve essere ancora più rigoroso nel cane, perché la dermatofitosi vi è meno frequente della follicolite batterica e le specie non fluorescenti vi sono più numerose.
Domande frequenti
Una lampada di Wood negativa esclude la tigna?
No. La lampada di Wood rileva solo M. canis, e le infezioni da Trichophyton o da N. gypsea non sono fluorescenti o lo sono pochissimo. Con un operatore esperto, la fluorescenza si ritrova nella grande maggioranza delle infezioni non trattate da M. canis (Moriello, 2019; Long e Gow, 2026), ma le sensibilità misurate sul campo sono più basse, dal 39,1% nel cane al 73,8% nel gatto in uno stesso studio (Dubugras et al., 1992).
Una fluorescenza verde basta per porre la diagnosi?
No. Numerose sostanze sono fluorescenti, e una fluorescenza può persistere dopo la guarigione. I peli fluorescenti devono essere esaminati al microscopio o messi in coltura (Miller et al., 2013; Marsella, 2021).
Per quanto tempo bisogna tenere una coltura prima di dichiararla negativa?
Quattordici giorni bastano nella grandissima maggioranza dei casi. Su 13.772 colture, il 98,2% degli isolati dei gatti non trattati e il 96,8% di quelli dei gatti in trattamento sono stati ottenuti entro questo termine (Stuntebeck et al., 2018).
Il viraggio al rosso di un DTM conferma una dermatofitosi?
No. Il viraggio segnala solo una colonia da esaminare. Tutti i funghi finiscono per far virare il terreno. Solo il microscopio dice quale è cresciuto, in base alla forma delle conidi (Moriello, 2020; Peano, 2026).
Una PCR positiva significa che l’animale è infetto?
Non necessariamente. La PCR rileva il DNA delle spore vive come di quelle morte e non distingue il portatore dall’infezione (Moriello, 2020). Una PCR negativa si è invece dimostrata affidabile nel gatto di rifugio (Jacobson et al., 2018a).
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